1、PCR常見問題分析及對策(無擴增產物、非特異性擴增、拖尾、假陽性)問題1：無擴增產物 現象：正對照有條帶，而樣品則無 原因: 1.模板:含有抑制物，含量低 2.Buffer對樣品不合適 3.引物設計不當或者發生降解 4.反應條件：退火溫度太高，延伸時間太短 對策: 1.純化模板或者使用試劑盒提取模板DNA或加大模板的用量 2.更換Buffer或調整濃度 3.重新設計引物（避免鏈間二聚體和鏈內二級結構）或者換一管新引物 4.降低退火溫度、延長延伸時間 問題2：非特異性擴增 現象：條帶與預計的大小不一致或者非特異性擴增帶 原因： 1.引物特異性差 2.模板或引物濃度過高 3.酶量過多 4.Mg2+

2、濃度偏高 5.退火溫度偏低 6.循環次數過多 對策： 1.重新設計引物或者使用巢式PCR 2.適當降低模板或引物濃度 3.適當減少酶量 4.降低鎂離子濃度 5.適當提高退火溫度或使用二階段溫度法 6.減少循環次數 問題3：拖尾 現象：產物在凝膠上呈Smear狀態。 原因： 1.模板不純 2.Buffer不合適 3.退火溫度偏低 4.酶量過多 5.dNTP、Mg 2+濃度偏高 6.循環次數過多 對策： 1.純化模板 2.更換Buffer 3.適當提高退火溫度 4.適量用酶 5.適當降低dNTP和鎂離子的濃度 6.減少循環次數 問題4：假陽性 現象：空白對照出現目的擴增產物 原因： 靶序列或擴增產

3、物 的交*污染 對策： 1.操作時應小心輕柔，防止將靶序列吸入加樣槍內或濺出離心管外； 2.除酶及不能耐高溫的物質外，所有試劑或器材均應高壓消毒。所用離心管 及加樣槍頭等均應一次性使用。 3.各種試劑最好先進行分裝，然后低溫貯存PCR產物的電泳檢測時間 一般為48h以內，有些最好于當日電泳檢測，大于48h后帶型不規則甚致消失。 假陰性，不出現擴增條帶 PCR反應的關鍵環節有模板核酸的制備，引物的質量與特異性，酶的質量及， PCR循環條件。尋找原因亦應針對上述環節進行分析研究。 模板：模板中含有雜蛋白質，模板中含有Taq酶抑制劑，模板中蛋白質沒有消 化除凈，特別是染色體中的組蛋白，在提取制備模板

4、時丟失過多，或吸入酚。模 板核酸變性不徹底。在酶和引物質量好時，不出現擴增帶，極有可能是標本的消化處 理，模板核酸提取過程出了毛病，因而要配制有效而穩定的消化處理液，其程序亦應 固定不宜隨意更改。 酶失活：需更換新酶，或新舊兩種酶同時使用，以分析是否因酶的活性喪失或不夠而 導致假陰性。需注意的是有時忘加Taq酶或溴乙錠。 引物：引物質量、引物的濃度、兩條引物的濃度是否對稱，是PCR失敗或擴增條帶不 理想、容易彌散的常見原因。有些批號的引物合成質量有問題，兩條引物一條濃度 高，一條濃度低，造成低效率的不對稱擴增，對策為：選定一個好的引物合成單 位。引物的濃度不僅要看OD值，更要注重引物原液做瓊脂

5、糖凝膠電泳，一定要有 引物條帶出現，而且兩引物帶的亮度應大體一致，如一條引物有條帶，一條引物無條 帶，此時做PCR有可能失敗，應和引物合成單位協商解決。如一條引物亮度高，一條 亮度低，在稀釋引物時要平衡其濃度。引物應高濃度小量分裝保存，防止多次凍融 或長期放冰箱冷藏部分，導致引物變質降解失效。引物設計不合理，如引物長度不 夠，引物之間形成二聚體等。 Mg2+濃度：Mg2+離子濃度對PCR擴增效率影響很大，濃度過高可降低PCR擴增的特 異性，濃度過低則影響PCR擴增產量甚至使PCR擴增失敗而不出擴增條帶。 反應體積的改變：通常進行PCR擴增采用的體積為20ul、30ul、50ul?；?00ul，

6、應用多 大體積進行PCR擴增，是根據科研和臨床檢測不同目的而設定，在做小體積如20ul 后，再做大體積時，一定要模索條件，否則容易失敗。 物理原因：變性對PCR擴增來說相當重要，如變性溫度低，變性時間短，極有可能出 現假陰性;退火溫度過低，可致非特異性擴增而降低特異性擴增效率退火溫度過高影 響引物與模板的結合而降低PCR擴增效率。有時還有必要用標準的溫度計，檢測一下 擴增儀或水溶鍋內的變性、退火和延伸溫度，這也是PCR失敗的原因之一。 靶序列變異：如靶序列發生突變或缺失，影響引物與模板特異性結合，或因靶序列某 段缺失使引物與模板失去互補序列，其PCR擴增是不會成功的。 假陽性 出現的PCR擴增

7、條帶與目的靶序列條帶一致，有時其條帶更整齊，亮度更高。 引物設計不合適：選擇的擴增序列與非目的擴增序列有同源性，因而在進行PCR擴增 時，擴增出的PCR產物為非目的性的序列。靶序列太短或引物太短，容易出現假陽 性。需重新設計引物。 靶序列或擴增產物的交叉污染：這種污染有兩種原因：一是整個基因組或大片段的交 叉污染，導致假陽性。這種假陽性可用以下方法解決：操作時應小心輕柔，防止 將靶序列吸入加樣槍內或濺出離心管外。除酶及不能耐高溫的物質外，所有試劑或 器材均應高壓消毒。所用離心管及樣進槍頭等均應一次性使用。必要時，在加標本 前，反應管和試劑用紫外線照射，以破壞存在的核酸。二是空氣中的小片段核酸污

8、 染，這些小片段比靶序列短，但有一定的同源性?？苫ハ嗥唇?，與引物互補后，可擴 增出PCR產物，而導致假陽性的產生，可用巢式PCR方法來減輕或消除。 出現非特異性擴增帶 PCR擴增后出現的條帶與預計的大小不一致，或大或小，或者同時出現特異性擴增帶 與非特異性擴增帶。非特異性條帶的出現，其原因：一是引物與靶序列不完全互補、 或引物聚合形成二聚體。二是Mg2+離子濃度過高、退火溫度過低，及PCR循環次數 過多有關。其次是酶的質和量，往往一些來源的酶易出現非特異條帶而另一來源的酶 則不出現，酶量過多有時也會出現非特異性擴增。其對策有：必要時重新設計引 物。減低酶量或調換另一來源的酶。降低引物量，適當增

9、加模板量，減少循環次 數。適當提高退火溫度或采用二溫度點法(93變性，65左右退火與延伸)。 出現片狀拖帶或涂抹帶 PCR擴增有時出現涂抹帶或片狀帶或地毯樣帶。其原因往往由于酶量過多或酶的質量 差，dNTP濃度過高，Mg2+濃度過高，退火溫度過低，循環次數過多引起。其對策有：減少酶量，或調換另一來源的酶。減少dNTP的濃度。適當降低Mg2+濃 度。增加模板量，減少循環次數。 克隆PCR產物的最優條件是什么？ 最佳插入片段：載體比需實驗確定。1：1（插入片段：載體）常為最佳比，摩爾數比1：8或8：1也行。應測定比值范圍。連接用5ul 2X連接液, 50ng質粒DNA,1Weiss單位的T4連接酶

10、，插入片段共10ul。室溫保溫1小時，或4oC過夜。在這2種溫度下，缺T-凸出端的載體會自連，產生藍斑。室溫保溫1小時能滿足大多數克隆要求，為提高連接效率，需4oC過夜。 PCR產物是否需要用凝膠純化？ 如凝膠分析擴增產物只有一條帶，不需要用凝膠純化。如可見其他雜帶，可能是積累了大量引物的二聚體。少量的引物二聚體的摩爾數也很高，這會產生高比例的帶有引物二聚體的克隆，而非目的插入片段。為此需在克隆前做凝膠純化。 如果沒有回收到目的片段，還需要作什么對照實驗？ A）涂布未轉化的感受態細胞。如有菌落，表明氨芐失效，或污染上帶有氨芐抗型的質粒，或產生氨芐抗型的菌落。 B）轉化完整質粒，計算菌落生長數，

11、測定轉化效率。例如，將1ug/ul質粒1:100稀釋,1ul用于100ul感受態細胞轉化。用SOC稀釋到1000ul后，用100ul鋪板。培養過夜，產生1000個菌落。轉化率為： 產生菌落的總數/鋪板DNA的總量。鋪板DNA的總量是轉化反應所用的量除以稀釋倍數。具體而言轉化用10ng DNA，用SOC稀釋到1000u后含10 ng DNA，用1/10鋪板，共用1 ng DNA。轉化率為：1000克隆X10（3次方） ng /鋪板1 ng DNA ug=10（6次方）cfu/ ug轉化pGEM-T應用10（8次方）cfu/ ug感受態細胞如沒有菌落或少有菌落，感受態細胞的轉化率太低。 C）如用p

12、GEM-T正對照，或PCR產物，產生20-40藍斑（用指定步驟10（8次方）cfu/ ug感受態細胞），表明載體失去T?？赡苁沁B接酶污染了核酸酶。T4 DNA連接酶（M1801，M1804，M1794）質量標準好無核酸酶污染，不應用其它來源的T4 DNA連接酶替換。 D）用pGEM-T或pGEM-T Easy載體，連接pGEM-T正對照，轉化高頻率感受態細胞（10（8次方）cfu/ug）,按照指定的實驗步驟，可得100個菌落，其中60%應為白斑，如產生20-40藍斑, 沒有菌落或少有菌落，連接有問題。 對照實驗結果好，卻沒有回收到目的片段，實驗出了什么問題？ A）連接用室溫保溫1小時，能滿足大

13、多數克隆，為提高效率，需4oC過夜。 B）插入片段帶有污染，使3-T缺失，或抑制連接，抑制轉化。為此，將插入片段和pGEM-T正對照混合，再連接。如降低了對照的菌落數，插入片段需純化，或重新制備。如產生大量的藍斑，插入片段污染有核酸酶，使pGEM-T或pGEM-T Easy載體3-T缺失。 C）插入片段不適于連接。用凝膠純化的插入片段，因受UV過度照射，時有發生。UV過度照射會產生嘧啶二聚體，不利于連接，DNA必需重新純化。 D）帶有修復功能的耐熱DNA聚合酶的擴增產物末端無A，后者是pGEM-T或pGEM-T Easy載體克隆所需。加Taq DNA聚合酶和核苷酸可在末端加A。詳情查pGEM-

14、T pGEM-T Easy載體技術資料（TM042）。 E）高度重復序列可能會不穩定，在擴增中產生缺失和重排，如發現插入片段高頻率地產生缺失和重排，需用重組缺陷大腸桿菌菌株，如SURE細胞PCR疑難解答當PCR結果不甚滿意時，首先檢查以下幾方面并遵照執行： 將PCR反應的試管與反應板緊貼。 當酶反應混合物以70“熱啟動”開始循環時，切記在加入酶后稍微振蕩一下，因為在0.2-ml的PCR管中不能均勻傳熱。 不要隨意減少dNTP的用量，它是一個系統的因素，必須與其它成份保持平衡。 對于有問題的PCR反應，例如模板的量少，模板不純和環狀模板等，先嘗試加Taq酶前的體系進行預變性，后加模板進行正常PC

15、R擴增。 沒有擴增產物： 在提供MgCl2緩沖液中，以0.25mmol/L為梯度增加MgCl2濃度；無MgCl2的緩沖液以0.5 mmol/L為梯度增加MgCl2濃度。 泳道中出現模糊條帶，如果DNA模板中存在RNA，則按上述提示濃度補加MgCl2，因為在PCR反應中可能缺少游離的Mg2+。 檢查退火溫度和變性條件，如果有需要的話，可降低退火溫度。 檢查模板和引物的用量。 增加循環次數和/或模板DNA的用量。 泳道中出現模糊條帶： 減少循環次數或模板DNA的用量。 提高退火溫度，但不要超過68。 重新設計引物或設計更長的引物。 其他值得注意的條件： 建議使用0.2-ml薄壁管。厚壁管在92時不

16、能有效地使模板變性。 最佳反應體積為50ml，推薦用30ml礦物油覆蓋（對蓋子加熱的PCR儀可以不加）。 大多數反應中，0.75ml（0.51ml）的酶量在大多數情況下可以得到滿意的結果。 建議使用1.75mmol/L MgCl2350mmol/L dNTP或2.25mmol/L MgCl2500mmol/L dNTP組合的混合物。然而要得到最佳結果，優化Mg2+的濃度是必需的。 基因組DNA模板的質量顯著影響PCR反應。因此推薦使用瓊脂糖凝膠電泳來檢測DNA的長度。DNA片段長度可以超過50kb，傳統的基因組DNA能擴增片段至10kb。 要擴增更長的片段應使用超純或高分子量的DNA。請查閱高

17、分子量DNA提取操作過程相關文獻。 降低二級結構和引物二聚物形成的可能性。進行長片段PCR擴增時，引物長度一般為2434個核苷酸，溶點在6068間。使用這類引物可提高PCR反應的退火溫度來增加反應的特異性。這點非常重要，長片段擴增的效果往往受到非特異性短片段優先擴增的影響。 變性：第一步變性在94下進行2分鐘。在循環過程中盡可能縮短變性時間（94下進行20-30秒），除非模板中富含GC，則95下變性30秒。這可以防止DNA脫嘌啉和鏈斷裂，對于所需擴增的基因組DNA片段終長度超過12 kb時，應該盡可能的降低變性溫度。 延伸：68-72下進行延伸操作。 循環延伸：盡量采用循環延伸的條件，若PCR

18、儀無此功能，則必須增加延伸的時間，例如在擴增10kb片斷時，延伸時間用10分鐘替代原來的8分鐘。 長片斷PCR系統擴增的片斷其3-末端帶有一個突出的A，因此建議采用T/A克隆。若要進行平端可隆，可用Klenow酶和T4 DNA多聚酶將PCR產物補平后再進行。 測序時因酶的混合物帶有35外切酶活性，用Sanger方法進行測序不能產生均一的（染色體）帶型。 引物設計： 一般長度20-30bp； 至少50%的GC含量； 避免引物二聚體和二級結構； 引物對的Tm值應該接近。 也可下列圖示提示找到解決問題的突破口：PCR實驗操作程序1. 在無菌的0.5ml或0.2ml離心管中按下列操作程序加樣：反應物

19、加樣順序 體積(l) 終濃度去離子水 1 29.410Buffer B 2 5 14dNTP混合物 3 5 各200mol/L MgCl2 4 3 1.5mmol/L有義引物 5 2.6 0.25mol/L反義引物 6 2.6 0.25mol/L模板 7 2 0.1gTaqDNA聚合酶 8 0.4 1unit2.用微量可調加樣器和一次性Tip向每一管中加50l礦物油。每加一管換一次Tip。3.振蕩每只管，然后短暫離心。4.將管放到預熱的熱循環中，按下列程序開始循環：預變性 94 4分鐘 1次變性 94 1分鐘退火 37-65 1分鐘延伸 72 1分鐘循環30次終延伸 72 7分鐘 1次保存 4

20、 5.將PCR產物進行瓊脂糖凝膠電泳，分析結果。電泳條件：60-80V,15-20分鐘。6.紫外分析儀檢查電泳結果。四、討論1.假陰性，不出現擴增條帶PCR反應的關鍵環節有模板核酸的制備，引物的質量與特異性，酶的質量，PCR循環條件。尋找原因亦應針對上述環節進行分析研究。模板：模板中含有Taq酶抑制劑，在提取制備模板時丟失過多，或吸入酚。模板核酸變性不徹底。在酶和引物質量好時，不出現擴增帶，有可能是模板核酸提取過程出了毛病，可使用陽性對照的DNA模板配合檢查模板質量。酶失活：需更換新酶，或新舊兩種酶同時使用，以分析是否因酶的活性喪失或不夠而導致假陰性。引物：引物質量、引物的濃度、兩條引物的濃度

21、是否對稱，是PCR失敗或擴增條帶不理想、容易彌散的常見原因。有些批號的引物合成質量有問題，兩條引物一條濃度高，一條濃度低，造成低效率的不對稱擴增，對策為：選定一個好的引物合成單位。引物的濃度不僅要看OD值，更要注重引物原液做瓊脂糖凝膠電泳，一定要有引物條帶出現，而且兩引物帶的亮度應大體一致，如一條引物有條帶，一條引物無條帶，此時做PCR有可能失敗，應和引物合成單位協商解決。如一條引物亮度高，一條亮度低，在稀釋引物時要平衡其濃度。引物應高濃度小量分裝保存，防止多次凍融或長期放冰箱冷藏，導致引物變質降解失效。引物設計不合理，如引物長度不夠，引物之間形成二聚體等。Mg2+濃度：Mg2+離子濃度對PC

22、R擴增效率影響很大，濃度過高可降低PCR擴增的特異性，濃度過低則影響PCR擴增產量甚至使PCR擴增失敗而不出擴增條帶。反應體積的改變：通常進行PCR擴增采用的體積為20ul、30ul、50ul、或100ul，應用多大體積進行PCR擴增，是根據科研和臨床檢測不同目的而設定，在做小體積如20ul 后，再做大體積時，一定要模索條件，否則容易失敗。物理原因：變性對PCR擴增來說相當重要，如變性溫度低，變性時間短，極有可能出現假陰性;退火溫度過低，可致非特異性擴增而降低特異性擴增效率，退火溫度過高影響引物與模板的結合而降低PCR擴增效率。有時還有必要用標準的溫度計，檢測一下 擴增儀或水溶鍋內的變性、退火

23、和延伸溫度，這也是PCR失敗的原因之一。靶序列變異：如靶序列發生突變或缺失，影響引物與模板特異性結合，或因靶序列某段缺失使引物與模板失去互補序列，其PCR擴增是不會成功的。2.假陽性出現的PCR擴增條帶與目的靶序列條帶一致，有時其條帶更整齊，亮度更高。引物設計不合適：選擇的擴增序列與非目的擴增序列有同源性，因而在進行PCR擴增 時，擴增出的PCR產物為非目的性的序列。靶序列太短或引物太短，容易出現假陽性。需重新設計引物。靶序列或擴增產物的交叉污染：這種污染有兩種原因：一是整個基因組或大片段的交叉污染，導致假陽性。這種假陽性可用以下方法解決：操作時應小心輕柔，防止將靶序列吸入加樣槍內或濺出離心管

24、外。除酶及不能耐高溫的物質外，所有試劑或器材均應高壓消毒。所用離心管及樣進槍頭等均應一次性使用。必要時，在加標本前，反應管和試劑用紫外線照射，以破壞存在的核酸。二是空氣中的小片段核酸污染，這些小片段比靶序列短，但有一定的同源性。可互相拼接，與引物互補后，可擴增出PCR產物，而導致假陽性的產生，可用巢式PCR方法來減輕或消除。3.出現非特異性擴增帶PCR擴增后出現的條帶與預計的大小不一致，或大或小，或者同時出現特異性擴增帶與非特異性擴增帶。非特異性條帶的出現，其原因：一是引物與靶序列不完全互補、或引物聚合形成二聚體。二是Mg2+離子濃度過高、退火溫度過低，及PCR循環次數過多有關。其次是酶的質和

25、量，往往一些來源的酶易出現非特異條帶而另一來源的酶則不出現，酶量過多有時也會出現非特異性擴增。其對策有：必要時重新設計引物。減低酶量或調換另一來源的酶。降低引物量，適當增加模板量，減少循環次數。適當提高退火溫度或采用二溫度點法(93變性，65左右退火與延伸)。4.出現片狀拖帶或涂抹帶PCR擴增有時出現涂抹帶或片狀帶或地毯樣帶。其原因往往由于酶量過多或酶的質量 差，dNTP濃度過高，Mg2+濃度過高，退火溫度過低，循環次數過多引起。其對策有：減少酶量，或調換另一來源的酶。減少dNTP的濃度。適當降低Mg2+濃度。增加模板量，減少循環次數。PCR常見問題的精辟總結-耶魯大學Troubleshoot

26、ing for PCR and multiplex PCR Troubleshooting discussion is based on the PCR protocol as described in the table below. All reactions are run for 30 cycles.COMPONENTVOLUMEFINAL CONCENTRATION1.autoclaved ultra-filtered water (pH 7.0)20.7L- 2.10x PCR Buffer*2.5L1x3.dNTPs mix (25 mM each nucleotide)0.2L

27、200 M (each nucleotide)4.primer mix (25 pmoles/L each primer)0.4L0.4 M (each primer)5.Taq DNA polymerase (native enzyme)0.2L1 Unit/25 L6.genomic DNA template (100 ng/L)1.0L100 ng/25 L* The 10x PCR buffer contains: 500 mM KCl; 100 mM Tris-HCl (pH 8.3); 15 mM MgCl2 (the final concentrations of these i

28、ngredients in the PCR mix are: 50 mM KCl; 10 mM Tris-HCl; 1.5 mM MgCl2). QUESTIONS SOLUTIONS 1. I get (many) longer unspecific products. What can I do? Decrease annealing timeIncrease annealing temperatureDecrease extension timeDecrease extension temperature to 62-68 CIncrease KCl (buffer) concentra

29、tion to 1.2x-2x, but keep MgCl2 concentration at 1.5-2mM.Increase MgCl2 concentration up to 3-4.5 mM but keep dNTP concentration constant.Take less primerTake less DNA templateTake less Taq polymeraseIf none of the above works: check the primer for repetitive sequences (BLAST align the sequence with

30、 the databases) and change the primer(s)Combine some/all of the above 2. I get (many) shorter unspecific products. What can I do? Increase annealing temperatureIncrease annealing timeIncrease extension timeIncrease extension temperature to 74-78 CDecrease KCl (buffer) concentration to 0.7-0.8x, but

31、keep MgCl2 concentration at 1.5-2mMIncrease MgCl2 concentration up to 3-4.5 mM but keep dNTP concentration constantTake less primerTake less DNA templateTake less Taq polymeraseIf none of the above works: check the primer for repetitive sequences (BLAST align the sequence with the databases) and cha

32、nge the primer(s)Combine some/all of the above 3. Reaction was working before, but now I cant get any product. Make sure all PCR ingredients are taken in the reaction (buffer, template, Taq, etc)Change the dNTP solution (very sensitive to cycles of thawing and freezing, especially in multiplex PCR)I

33、f you just bought new primers, check for their reliability (bad primer synthesis ?)Increase primer amountIncrease template amountDecrease annealing temperature by 6-10 C and check if you get any product. If you dont, check all your PCR ingredients. If you do get products (including unspecific ones)

34、reaction conditions as described above.Combine some/all of the above 4. My PCR product is weak. Is there a way to increase the yield? Gradually decrease the annealing temperature to the lowest possible.Increase the amount of PCR primerIncrease the amount of DNA templateIncrease the amount of Taq pol

35、ymeraseChange buffer (KCl) concentration (higher if product is lower than 1000bp or lower if product is higher than 1000bp)Add adjuvants. Best, use BSA (0.1 to 0.8 g/L final concentration). You can also try 5% (v/v, final concentration) DMSO or glycerol.Check primer sequences for mismatches and/or i

36、ncrease the primer length by 5 nucleotidesCombine some/all of the above 5. My two primers have very different melting temperatures (Tm) but I cannot change their locus. What can I do to improve PCR amplification? An easy solution is to increase the length of the primer with low Tm. If you need to ke

37、ep the size of the product constant, add a few bases at the 3 end. If size is not a concern, add a few bases at either the 3 or the 5 end of that primer. 6. I have a number of primer pairs I would like to use together. Can I run a multiplex PCR with them?. How? Very likely, yes.Try amplify all loci

38、seaprately using the same PCR program. If one of the primer pairs yields unspecific products, keep the cycling conditions constant and change other parameters as mentioned above (#1 and #2).Mix equimolar amounts of primers and run the multiplex reaction either in the same cycling conditions or by de

39、creasing only the annealing temperature by 4 C.If some of the loci are weak or not amplified, read below ! 7. How many loci can I amplify in multiplex PCR at the same time? Difficult to say. The author has routinely amplified from 2 to 14 loci.Literature describes up to 25 loci or so. 8. One or a fe

40、w loci in my multiplex reaction are very weak or invisible. How can amplify them? The first choice should be increasing the amount of primer for the weak loci at the same time with decreasing the amount of primer for all loci that can be amplified. The balance between these amounts is more important

41、 than the absolute values used !.Check primer sequences for primer-primer interactions 9. Short PCR products in my multiplex reaction are weak. How can I improve their yield? Increase KCl (buffer) concentration to 1.2x-2x, but keep MgCl2 concentration at 1.5-2mMDecrease denaturing timeDecrease annea

42、ling time and temperatureDecrease extension time and temperatureIncrease amount of primers for the weak loci while decreasing the amount for the strong loci.Add adjuvants. Best, use BSA (0.1 to 0.8 g/L final concentration). You can also try 5% (v/v, final concentration) DMSO or glycerolCombine some/

43、all of the above 10. Longer PCR products in my multiplex reaction are weak. How can I improve their yield? Decrease KCl (buffer) concentration to 0.7-0.8x, but keep MgCl2 concentration at 1.5-2mMIncrease MgCl2 concentration up to 3-4.5 mM but keep dNTP concentration constant.Increase denaturing time

44、Increase annealing timeDecrease annealing temperatureIncrease extension time and temperatureIncrease amount of primers for the weak loci while decreasing the amount for the strong lociAdd adjuvants. Best, use BSA (0.1 to 0.8 g/L final concentration). You can also try 5% (v/v, final concentration) DMSO or glycerolCombine some/all of the above 11. All products in my multiplex reaction are weak. How can I improve the yield? Decrease annealing time in small steps (2 C)Decrease extension temperature to 62-68 CIncrease extension timeIncrease template concentrationIncrease overall primer