培養基母液與培養基的配置摘要 本文主要詳細地描述了三種培養基（MS、B5、N6）的微量元素母液的配置，和胡蘿卜誘導培養基的配置，描述并分析在配置過程中遇到的問題以及解決方式，提出幾點操作時的注意事項。1前言： 培養基是供植物離體培養組織或細胞賴以生存的營養基質，相當于人工配制的“土壤”，在植物組織培養過程中，外植體生長所必需的營養成分、生長因子、理化環境等主要由培養基提供。培養基依據形態不同可分為固體培養基和液體培養基，前者因加有固化劑如瓊脂或卡拉膠而呈固體狀態，后者不加固化劑，為液體狀態，兩類培養基的操作和使用目的不同。在植物組織培養中，選用適當的培養基，是組織培養成功與否至關重要的因素。不同植物材料對培養基的要求不盡相同，在參考前人相關工作的基礎上，設計系列培養基，并進行預培養和篩選，是非常必要的。2材料與方法2.1材料2.1.1 大量元素（如NH4NO3、KNO3、KH2PO4等）2.1.2微量元素（如KI、H3BO3、等）2.1.3有機成分（如甘氨酸、鹽酸硫胺素、煙酸等）2.1.4肌醇2.1.5激素（6BA、NAA、2,4-D、KT）2.1.6瓊脂2.1.7蔗糖2.1.8鐵鹽（Na2EDTA2H2O、FeSO47H2O）2.2方法：因我們組是配微量元素的母液，所以謹以此為例2.2.1 MS培養基微量元素母液（100x）的配置2.2.1.1用蒸餾水洗滌7個小燒杯，1個500ml容量瓶，玻璃棒若干2.2.1.2稱取MnSO44H2O 1115mg，ZnSO47H2O 430mg，H3BO3 310mg，KI 41.5mg，Na2MoO42H2O 12.5mg，CuSO45H2O 1.25mg，CoCl26H2O 1.25mg分別用蒸餾水溶于不同燒杯。2.2.1.3將溶液倒入500ml容量瓶中混合，搖勻，用蒸餾水定容，寫上配置日期，試劑名。2.2.1.4如所取量較小，如CoCl26H2O，則應配置10000x的溶液，然后定容至100ml容量瓶中，取其中的10ml于500ml容量瓶內。2.2.2 N6培養基微量元素母液（100x）的配置2.2.2.1用蒸餾水洗滌4個小燒杯，1個500ml容量瓶，玻璃棒若干2.2.2.2稱取KI 40mg, H3BO3 80mg，MnSO44H2O 220mg，ZnSO47H2O 75mg分別用蒸餾水溶于不同燒杯2.2.2.3將完全溶解的溶液分別倒入500ml容量瓶中混合，搖勻，定容，貼上標簽。2.2.3 B5培養基微量元素母液（100x）的配置2.2.3.1稱取KI 37.5mg，H3BO3 150mg，MnSO44H2O 500mg，ZnSO47H2O 100mg，Na2MoO42H2O 12.5mg，CuSO45H2O 12.5mg，CoCl26H2O 12.5mg分別用蒸餾水溶于不同燒杯。2.2.3.2將完全溶解的溶液分別倒入500ml容量瓶中混合，搖勻，定容，貼上標簽。2.2.4胡蘿卜誘導培養基的配置2.2.4.1依次量取MS母液中的大量元素20ml（10x），微量元素2ml（100x），鐵鹽2ml（100x），有機成分2ml（100x），肌醇2ml（100x）于150ml三角瓶中，再加入2ml 0.1mg/L的2,4-D。2.2.4.2稱取6g蔗糖與1.4g瓊脂加入三角瓶中溶解后，加水至80ml，與微波爐中加熱溶液至瓊脂完全溶解。2.2.4.3用干凈的玻璃棒沾取一點稍稍降溫的溶液于PH試紙中，測其PH，然后加入酸或堿調節至5.65.8這一范圍。2.2.4.4定容至100ml，用錫紙蓋好瓶口，貼上標簽，用高溫加壓鍋滅菌，然后分裝四個滅菌培養皿中。3討論 3.1培養基母液3.1.1在稱量之前要準確地計算用量。3.1.2要清晰地知道倍數的換算。3.1.3注意不同培養基母液的差異（成分所需不同）。3.1.4每種元素都需要分別溶解，不然可能造成不溶解等一系列后果3.2培養基3.2.1在配置之前應該了解清楚所培養的植物組織所需哪一種培養基，按照其所需加入，不能盲目。3.2.2培養基內的瓊脂一定要保證全部溶解3.2.3加熱后的溶液不能立刻測量PH，需稍稍放冷后進行，因溫度或影響PH的大小，導致誤差。胡蘿卜再生體系的建立摘要 本實驗以新鮮胡蘿卜塊根，用MS培養基愈傷誘導組織，然后培養其繼代、分化以建立起胡蘿卜的再生體系。實驗結果表明胡蘿卜形成層的愈傷誘導率為75%。另外，胡蘿卜分化的出綠率達80%，出苗率為70%。與其他組的結果比較顯示誘導率、出綠率、出苗率都普遍的偏高，原因應該與培養基有關和實驗員的操作技術密切相關，后面會有詳細的分析。1前言 胡蘿卜(Daucuscarota L.)屬于傘形花科植物，是世界上最重要的蔬菜作物之一。胡蘿卜塊根營養豐富，富含糖和植物纖維等，特別是富含胡蘿卜素，是一種重要的營養保健品，因此，對胡蘿卜進行遺傳育種研究已成為迫切需要。2材料與方法材料 新鮮胡蘿卜塊根方法2.1培養基的配置（因本人在第一組，所以采用的第一組的培養基）2.1.1胡蘿卜愈傷誘導培養基2.1.1.1 MS+2,4-D 0.1（mg/L）+糖30g/L+瓊脂7g/L 2.1.1.2 B5+2,4-D 0.1+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.3 MS+2,4-D 0.5+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.4 B5+2,4-D 0.5+糖30g/L+瓊脂7g/L PH 5.82.1.1.5 MS+2,4-D 0.5+NAA0.05+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.6 MS+6BA 0.2+NAA0.05+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.7 MS+6BA 0.2+NAA0.1+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.2胡蘿卜繼代培養基 MS+2,4-D 0.5（mg/L）+糖30g/L+瓊脂7g/L PH 5.82.1.3胡蘿卜分化培養基2.1.3.1 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.3.2 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L2.1.3.3 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L2.1.3.4 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L2.1.3.5 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L2.1.3.6 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L2.1.3.7 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L+谷氨酰胺0.7g/L2.2胡蘿卜愈傷組織的培養2.2.1按上述數據配好培養基；2.2.2把一應需要用到的器具（250ml三角瓶 、4個培養皿、5個廣口瓶、一個含有多張濾紙的培養皿、刀片）及培養基滅菌；2.2.3將新鮮的胡蘿卜切成大小適中的四塊，把其浸到0.1%的升汞中十分鐘，然后取出，再依次把其放到無菌水上洗滌。2.2.4把洗干凈的一塊胡蘿卜放到有濾紙的培養皿中，切去表皮，將含有形成層的小塊接到已凝固的培養基上，封口，放到培養室25，暗培養。.2.2.5觀察，記錄數據2.3胡蘿卜愈傷組織的繼代培養2.3.1用滅菌鑷子取若干塊凝實的胡蘿卜愈傷組織，放到滅菌的培養基上。2.3.2放好后封口，25，暗培養。2.4胡蘿卜愈傷組織的分化2.4.1小心挑取色澤新鮮、狀態好的胚性愈傷組織。2.4.2接入滅菌的培養基中，每瓶接種34塊愈傷組織，共四瓶。2.4.3封口，貼上標簽，放置在培養室25,2000lx每天光照10h。3結果與分析3.1胡蘿卜愈傷誘導和繼代 不同培養基對胡蘿卜愈傷誘導的影響培養基污染率(%)愈傷誘導率(%)MS+2,4-D 0.1（mg/L）+糖30g/L+瓊脂7g/L2575B5+2,4-D 0.1+糖30g/L+瓊脂7g/L250MS+2,4-D 0.5+糖30g/L+瓊脂7g/L1000B5+2,4-D 0.5+糖30g/L+瓊脂7g/L33.3366.67MS+2,4-D 0.5+NAA0.05+糖30g/L+瓊脂7g/L1000MS+6BA 0.2+NAA0.05+糖30g/L+瓊脂7g/L1000MS+6BA 0.2+NAA0.1+糖30g/L+瓊脂7g/L46.753.3與其他小組的實驗結果比較可發現，我們的誘導率偏高，造成這個原因的我們可從表格上分析出來。第一，是我們實驗的污染率太高以致不能準確地比較不同培養基成分對于胡蘿卜愈傷誘導的影響。這個問題的原因很大的一部分是屬于操作的失誤，由于操作的不規范導致污染率的居高不下，進而影響整個實驗的發展，這是我們需要反思的問題。另外，我們形成的愈傷組織比較致密，顏色微黃。愈傷組織繼代后，在大塊的愈傷組織旁會出現一些小的，偏白的，剛成形的愈傷組織，而大塊的愈傷組織也有增大的現象。3.2胡蘿卜愈傷組織的分化 不同分化培養基對胡蘿卜愈傷分化的影響 分化培養基出綠率（%）出苗率（%）MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L8070MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L1000MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L1000MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L00MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L100120MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L1000MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L+谷氨酰胺0.7g/L00 從表格上看出，除開少數的數據誤差，各組的出綠率都非常的高，而我們組偏低的原因，應該與我們配置的培養基成分有關，可以看到，我們的培養基是沒有添加任何的激素的，這樣就使胡蘿卜愈傷分化時所需的營養不足，導致分化不了或分化時間增長。可以說我們的這個出綠率還是可以接受的。另外，我們組的出苗率相比與其他組是高了，究其原因，是大家實驗操作的問題，因為與其他的組相比，相對營養較少的我們應該出苗率不會比他們高才對，另外的一個可能就是胡蘿卜出苗不需要太多的激素。4討論可以說，胡蘿卜愈傷誘導率的偏低在很大的程度上是人為的操作失誤，具體表現在高的污染率中，在超凈工作臺的操作中，老師也發現了我們很多操作上的問題并一一指出，這對我們接下來的實驗很有好處。水稻再生體系的建立摘要 本實驗主要以水稻的成熟胚為材料進行愈傷的誘導和愈傷組織的分化，通過配置不同的培養基，發現不同成分的培養基對水稻愈傷誘導、分化的影響，從而為以后一系列的相關實驗提供依據。實驗數據表明，本組的水稻愈傷誘導率為50%，污染率為40%，水稻愈傷分化的出綠率為10%，出苗率為0%。下面會就本組的實驗數據以及本組數據與其他組數據對比的一些情況作出詳細的分析。1前言 水稻是我國主要的糧食作物，為了創造新的種質資源，組織培養及基因工程技術被廣泛用于水稻育種研究。現代生物技術育種的過程中，愈傷組織經常作為外源基因的受體，因此愈傷組織質量的好壞及其分化植株能力的高低，直接影響著水稻基因工程的進展，也影響著水稻種質資源的創新。本實驗主要是在不同條件下建立水稻的再生體系，以期找到最合適的水稻愈傷，分化培養條件。2材料與方法材料 水稻成熟胚方法2.1培養基的配制2.1.1水稻愈傷誘導培養基2.1.1.1N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.2 N6+2,4-D 2.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.3 N6+2,4-D 4.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.4N6+6BA 1.0mg/L+NAA0.1mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.2水稻愈傷繼代培養基2.1.2.1N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+2,4-D 2.0mg/L2.1.2.2 N6+2,4-D 2.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+2,4-D 2.0mg/L2.1.2.3 N6+2,4-D 4.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+2,4-D 2.0mg/L2.1.2.4 N6+6BA 1.0mg/L+NAA0.1mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+2,4-D 2.0mg/L2.1.3水稻愈傷分化培養基2.1.3.1 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.3.2 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L2.1.3.3 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L2.1.3.4 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L2.1.3.5 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L2.1.3.6 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L2.1.3.7 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L+谷氨酰胺0.7g/L2.2水稻愈傷組織的培養和繼代2.2.1按照所需配好培養基2.2.2將所需培養基、培養皿等器具進行高壓高溫滅菌2.2.3將成熟水稻種子去殼，去殼后種子放入紗布中，用棉線捆好，剪掉多余的紗布和棉線，將捆好的種子放入75%酒精中浸泡30s后取出，在放到0.1%的升汞中15min后取出，然后在無菌水中洗滌五次。2.2.4在凈工作臺中剪開紗布，把種子小心地接到已滅菌的培養基上。每瓶接種45個，接4個培養皿，暗培養.2.2.5觀察，記錄數據，計算污染率，誘導率。2.2.6挑選致密的愈傷組織，用滅菌鑷子夾出若干小塊，放到滅菌的培養基上。2.2.7每個培養基放45個，共四個培養基，封口，貼上標簽，暗培養。2.3水稻愈傷組織的分化2.3.1小心挑取色澤新鮮、狀態好的胚性愈傷組織。2.3.2接入滅菌的培養基中，每瓶接種34塊愈傷組織，共四瓶。2.3.3封口，貼上標簽，放置在培養室25,2000lx每天光照10h。3結果與分析3.1水稻愈傷誘導 不同培養基對水稻愈傷誘導的影響愈傷培養基污染率（%）誘導率（%）N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L5040N6+2,4-D 2.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L1080N6+2,4-D 4.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L25100N6+6BA 1.0mg/L+NAA0.1mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L10100 從實驗的數據可知道，我們組的水稻愈傷誘導率為40%，污染率為50%。可以說我們的污染率實在是太高了，這個和我們操作的不規范有密切的關系。污染的過多不僅會導致實驗的可信性下降甚至失敗，也導致了資源的浪費，藥品的浪費等問題。雖然現在做的實驗可能花費不多，但就長遠地看來，盡可能地減小污染率是對我們以后的發展有重要的意義。愈傷組織繼代后，在大塊的愈傷組織旁會出現一些小的，偏白的，剛成形的愈傷組織，而大塊的愈傷組織也有增大的現象。3.2水稻愈傷分化 不同培養基對水稻愈傷分化的影響水稻愈傷分化培養基出綠率（%）出苗率（%）MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L100MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L6550MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L1515MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L100100MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L00MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L400MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L+谷氨酰胺0.7g/L00 實驗結果表明，我們組的水稻愈傷分化培養中，出綠率為10%，出苗率為0，我們一共接種了18個水稻愈傷組織，只有兩個是有出綠現象。另外還有不小的污染率。4結論與討論4.1通過與其他小組的實驗結果的對比發現，我們的誘導率比其他組的都小，原因應該在于培養基的成分，可以從表格上看出，我們的培養基沒有加入激素的成分，這個對于愈傷的生長會有很大的影響，從而導致了我們較低的愈傷誘導率，而可以發現，加的激素多少和激素的種類同樣對愈傷的生長有不同的影響。第三組與第二組的對比告訴我們，激素越多，愈傷生長的越好，第一組與第四組對比告訴我們，激素的種類越多，愈傷生長的越好，當然，激素的量的最大值與種類的確定都取決于所要誘導的愈傷種類，這里只是就本實驗的結果討論。4.2同樣地，我們在水稻愈傷分化的實驗上發現，激素的多少與種類直接地影響了愈傷分化的程度，而且通過這個實驗，發現了比較適合分化水稻愈傷組織的培養基成分為MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L，其出綠率與出苗率都達到了100%，這個結果對我們以后要進行相關實驗提供了很好的例子，依據。懸浮細胞系的建立及胚狀體的誘導與觀察摘要 本實驗用水稻的愈傷組織建立懸浮細胞系，了解植物懸浮細胞培養過程，掌握懸浮細胞系建立和繼代的保持方法，以及學習和掌握植物細胞懸浮培養物誘導胚狀體的基本方法和過程。1前言 植物細胞懸浮培養是將單個游離細胞或小細胞團懸浮在液體培養基中進行培養增值的無菌培養技術。植物離體細胞作為生物反應器具具有生產周期短，提取簡單，易規模化，不受外界環境干擾，而且產量高，化學穩定性和化學特性好等特點。因此熟練地掌握細胞懸浮培養技術，研究出最合適的植物離體細胞生長條件是非常重要的。2材料與方法材料 水稻成熟胚 水稻愈傷組織 玉米幼胚方法2.1培養基的配置2.1.1水稻愈傷誘導培養基2.1.1.1N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.2 N6+2,4-D 2.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.3 N6+2,4-D 4.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.1.4N6+6BA 1.0mg/L+NAA0.1mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.2懸浮培養基N6+2,4-D 2mg/L+30%糖2.1.3玉米胚狀體誘導培養基N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+2,4-D 2.0mg/L2.2水稻愈傷組織的誘導2.2.1按照所需配好培養基2.2.2將所需培養基、培養皿等器具進行高壓高溫滅菌2.2.3將成熟水稻種子去殼，去殼后種子放入紗布中，用棉線捆好，剪掉多余的紗布和棉線，將捆好的種子放入75%酒精中浸泡30s后取出，在放到0.1%的升汞中15min后取出，然后在無菌水中洗滌五次。2.2.4在凈工作臺中剪開紗布，把種子小心地接到已滅菌的培養基上。每瓶接種45個，接4個培養皿，暗培養.2.2.5觀察，記錄數據，計算污染率，誘導率。2.3懸浮細胞系的初建立2.3.1配置懸浮培養基N6+2,4-D 2mg/L+30%糖，分裝四個燒瓶，每瓶100ml，滅菌。2.3.2將手洗干凈，用75%酒精將手消毒，進入超凈工作臺開始接種操作2.3.3點燃酒精燈，將鑷子，解剖刀在酒精燈下烤干。 2.3.4打開固體燒瓶蓋，瓶口滅燒2.3.5打開液體燒瓶蓋，瓶口滅燒2.3.6用鑷子將固體愈傷夾一塊放入液體瓶中，不斷搖動并用鑷子刮下松軟的愈傷進入液體，最后剩下的愈傷撈出，繼續放到固體培養基中2.3.7蓋好液體瓶蓋，將其放在搖床上180r/min 7d左右。2.4懸浮細胞系的繼代2.4.1再次配置新鮮的培養基N6+2,4-D 2mg/L+30%糖2.4.2小心地將原有的培養基倒出1/3，再把新配制的培養基倒入燒瓶2.4.3封好瓶口，將其放在搖床上180r/min 2.5玉米胚狀體的誘導2.2.1水稻成熟胚的愈傷誘導2.2.1.1按照所需配好培養基：N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/LPH5.82.2.1.2將所需培養基、培養皿等器具進行高壓高溫滅菌2.2.1.3將成熟水稻種子去殼，去殼后種子放入紗布中，用棉線捆好，剪掉多余的紗布和棉線，將捆好的種子放入75%酒精中浸泡30s后取出，在放到0.1%的升汞中15min后取出，然后在無菌水中洗滌五次。2.2.1.4在凈工作臺中剪開紗布，把種子小心地接到已滅菌的培養基上。發芽的培養基中，光培養的接6瓶，暗培養接2瓶，誘導愈傷的接4個培養皿，暗培養2.2.1.5觀察，記錄數據，計算污染率，誘導率。2.2.2懸浮細胞系的初建立2.2.2.1配置懸浮培養基N6+2,4-D 2mg/L+30%糖，分裝四個燒瓶，每瓶100ml，滅菌。2.2.2.2將手洗干凈，用75%酒精將手消毒，進入超凈工作臺開始接種操作2.2.2.3點燃酒精燈，將鑷子，解剖刀在酒精燈下烤干。 2.2.2.4打開固體燒瓶蓋，瓶口滅燒2.2.2.5打開液體燒瓶蓋，瓶口滅燒2.2.2.6用鑷子將固體愈傷夾一塊放入液體瓶中，不斷搖動并用鑷子刮下松軟的愈傷進入液體，最后剩下的愈傷撈出，繼續放到固體培養基中2.2.2.7蓋好液體瓶蓋，將其放在搖床上180r/min 7d左右。2.2.3懸浮細胞系的繼代2.2.3.1再次配置新鮮的培養基N6+2,4-D 2mg/L+30%糖2.2.3.2小心地將原有的培養基倒出1/3，再把新配制的培養基倒入燒瓶2.2.3.3封好瓶口，將其放在搖床上180r/min 2.2.4玉米胚狀體的誘導配好培養基，滅菌，挑選致密的玉米愈傷組織放到培養基中，封口，貼上標簽。3結果與分析3.1水稻愈傷誘導 不同培養基對水稻愈傷誘導的影響愈傷培養基污染率（%）誘導率（%）N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L5040N6+2,4-D 2.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L1080N6+2,4-D 4.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L25100N6+6BA 1.0mg/L+NAA0.1mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L10100 從實驗的數據可知道，我們組的水稻愈傷誘導率為40%，污染率為50%。可以說我們的污染率實在是太高了，這個和我們操作的不規范有密切的關系。污染的過多不僅會導致實驗的可信性下降甚至失敗，也導致了資源的浪費，藥品的浪費等問題。雖然現在做的實驗可能花費不多，但就長遠地看來，盡可能地減小污染率是對我們以后的發展有重要的意義。愈傷組織繼代后，在大塊的愈傷組織旁會出現一些小的，偏白的，剛成形的愈傷組織，而大塊的愈傷組織也有增大的現象。3.2水稻愈傷N6懸浮培養基 圖1 圖2 圖3圖1、2、3分別是不同時期的水稻愈傷組織培養的情況。，從圖上可看出兩個趨勢。一個是愈傷組織由少到多的趨勢;一個是小塊愈傷組織越來越多的趨勢。隨著搖床的不斷震動，大塊的愈傷組織逐漸松散，分離出去，分離出去的愈傷吸取了培養基的營養，然后不斷地壯大，所以有了越來越多的愈傷組織。3.3胚狀體的誘導觀察冒形胚狀體心形胚狀體子葉形胚狀體 如圖所示，通過觀察玉米的胚狀體，我們能從中發現，心形、子葉形、冒形的胚狀體。4討論4.1通過與其他小組的實驗結果的對比發現，我們的誘導率比其他組的都小，原因應該在于培養基的成分，可以從表格上看出，我們的培養基沒有加入激素的成分，這個對于愈傷的生長會有很大的影響，從而導致了我們較低的愈傷誘導率，而可以發現，加的激素多少和激素的種類同樣對愈傷的生長有不同的影響。第三組與第二組的對比告訴我們，激素越多，愈傷生長的越好，第一組與第四組對比告訴我們，激素的種類越多，愈傷生長的越好，當然，激素的量的最大值與種類的確定都取決于所要誘導的愈傷種類，這里只是就本實驗的結果討論。4.2因為我們班用胡蘿卜進行懸浮培養的材料全部都污染了，所以不能進行水稻懸浮培養與胡蘿卜懸浮培養的對比。水稻的遺傳轉化摘要 本實驗主要通過農桿菌，介導水稻愈傷組織的遺傳轉化，來實現對具有抗性的愈傷的篩選。實驗結果得出抗性愈傷組織的獲得率為20%，文章后面會詳細地分析在實驗的過程中影響有效基因獲得率的一些因素。1前言 農桿菌介導法對雙子葉植物轉化最為有效，80%的轉基因植株均是采用農桿菌轉化法獲得的，具有很大的普遍性，因此，了解農桿菌介導法的基本原理和一般步驟，以及掌握農桿菌介導植物遺傳轉化的基本操作技術是具有重要意義的。2材料與方法材料 水稻成熟胚 水稻愈傷組織 方法2.1培養基的配制2.1.1LB培養基：15g酵母+10gNaCl+10g蛋白胨+25ug/mlKam PH7.02.1.2懸浮培養基：B5基本培養基+AS+糖30%2.1.3共培養基：B5+AS+糖30%+瓊脂2.1.4殺菌篩選培養基：B5+頭孢25g/L+羧卞25g/L+潮霉素20mg/L+30%糖+瓊脂2.1.5水稻愈傷組織誘導培養基N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L PH5.82.2水稻成熟胚的愈傷誘導2.2.1將所需培養基、培養皿等器具進行高壓高溫滅菌2.2.2將成熟水稻種子去殼，去殼后種子放入紗布中，用棉線捆好，剪掉多余的紗布和棉線，將捆好的種子放入75%酒精中浸泡30s后取出，在放到0.1%的升汞中15min后取出，然后在無菌水中洗滌五次。2.2.3在凈工作臺中剪開紗布，把種子小心地接到已滅菌的培養基上，誘導愈傷的接4個培養皿，暗培養2.2.4觀察，記錄數據，計算污染率，誘導率。2.3農桿菌的培養、侵染與篩選2.3.1農桿菌培養條件LB，27，KamOD600=0.52.3.2在燒杯內取10ml懸浮培養基，再加入1ml農桿菌液2.3.3將水稻愈傷夾小到3mm大小后浸泡其中5min2. 3.4撈出到鋪了濾紙的皿上2.3.5再轉移到有濾紙的蓋上瀝去菌液2. 3.6接種到共培養基上（黑暗。24,2-3d）2.3.7把共培養基上的水稻愈傷轉接到殺菌篩選培養基上2.3.8觀察，記錄數據，計算篩選獲得率，污染率等。3結果與分析3.1水稻愈傷誘導 同培養基對水稻愈傷誘導的影響愈傷培養基污染率（%）誘導率（%）N6+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L5040N6+2,4-D 2.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L1080N6+2,4-D 4.0mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L25100N6+6BA 1.0mg/L+NAA0.1mg/L+糖30g/L+瓊脂7g/L+谷氨酰胺700mg/L+水解酪蛋白300mg/L10100 從實驗的數據可知道，我們組的水稻愈傷誘導率為40%，污染率為50%。可以說我們的污染率實在是太高了，這個和我們操作的不規范有密切的關系。污染的過多不僅會導致實驗的可信性下降甚至失敗，也導致了資源的浪費，藥品的浪費等問題。雖然現在做的實驗可能花費不多，但就長遠地看來，盡可能地減小污染率是對我們以后的發展有重要的意義。愈傷組織繼代后，在大塊的愈傷組織旁會出現一些小的，偏白的，剛成形的愈傷組織，而大塊的愈傷組織也有增大的現象。3.2抗性愈傷的獲得 圖1 圖2實驗結果顯示，我們組的獲得率為20%。圖1為剛剛把愈傷組織放到殺菌篩選培養基上的圖片，可看到因為愈傷組織表面的農桿菌沒有搽干凈，導致了農桿菌的繁殖。圖2為在殺菌篩選培養基中培養了一段時間愈傷組織的情況，圖中可看到有一些愈傷已經死亡，呈干枯的狀態，而中間有一個成長良好的愈傷，應該就是獲得了抗性的水稻愈傷組織了。4討論4.1通過與其他小組的實驗結果的對比發現，我們的誘導率比其他組的都小，原因應該在于培養基的成分，可以從表格上看出，我們的培養基沒有加入激素的成分，這個對于愈傷的生長會有很大的影響，從而導致了我們較低的愈傷誘導率，而可以發現，加的激素多少和激素的種類同樣對愈傷的生長有不同的影響。第三組與第二組的對比告訴我們，激素越多，愈傷生長的越好，第一組與第四組對比告訴我們，激素的種類越多，愈傷生長的越好，當然，激素的量的最大值與種類的確定都取決于所要誘導的愈傷種類，這里只是就本實驗的結果討論。4.2影響遺傳效率的因素。首先是材料的選取，應該選取比較容易接受外源基因的物種和比較容易培養材料。而遺傳的基因本身的特性也是一項重要的因素。然后就是操作人員的操作技術了，如何避免材料的污染，熟練的技術是必不可少的因素。然后是愈傷組織被侵染后轉到殺菌篩選培養基時表面一定要搽干凈，不要讓多余的農桿菌出現，以致污染材料。當然了，培養時的溫度，環境也會對遺傳的效率有影響。煙草的組織培養摘要 本實驗利用煙草花葉為材料，通過不同的培養基誘導其芽和根部的增值，以了解不同培養條件對煙草培養效果的影響。1前言 高等植物的組織培養（tissue culture）技術是指分離一個或數個體細胞或植物體的一部分在無菌條件下培養的技術。通常我們所說的廣義的組織培養，是指通過無菌操作分離植物體的一部分(即外植體explant)，接種到培養基上，在人工控制的條件進行培養，使其生成完整的植株。而煙草組培繁殖速度快，繁殖方式的多樣，后代整齊一致的特性，對于獲得無菌苗，工廠化生產有重要的意義。2材料與方法2.1材料 煙草葉2.2方法2.2.1培養基的配置2.2.1.1誘導芽的培養基：Ms+6BA 2mg/L+NAA0.1mg/L+30%糖+瓊脂30g/L2.2.1.2誘導根的培養基：Ms+6BA 2mg/L+IBA 0.5mg/L+30%糖+瓊脂30g/L2.2.2外植體的消毒2.2.2.1次氯酸鈣10%中洗滌8min2.2.2.2無菌水洗滌3次2.2.2.3 0.1%升汞中浸泡15min2.2.2.4無菌水再次洗滌3次后備用2.2.3接種2.2.3.1將手洗干凈，用75%酒精將手消毒，進入超凈工作臺開始接種操作2.2.3.2點燃酒精燈，將鑷子，解剖刀在酒精燈下烤干。2.2.3.3取一無菌培養皿，然后用解剖刀切去1-2片無菌葉片置于無菌培養皿中，將也片切成2mm2左右大小2.2.3.4將切好的片塊放到無菌的培養基上，蓋好蓋子，封上膠條并寫上時間，名字。一種培養基做兩個重復2.2.3.5將封好的培養基放到25-27的溫度下，記錄觀察，統計污染率與誘導率3結果與分析3.1 不同培養基對外植體的影響 培養基污染率（%）誘導率（%）誘導芽：Ms+6BA 2mg/L+NAA0.1mg/L+30%糖+瓊脂30g/L092誘導根：Ms+6BA 2mg/L+IBA 0.5mg/L+30%糖+瓊脂30g/L093圖一 圖二圖三 圖四實驗結果顯示對于煙草發芽的誘導率為92%，對其長根的誘導率為93%。圖一、二是生根培養基中不同時期煙草的生長情況，可見培養時間較長的圖二中，煙草花葉有明顯的增大。圖三、四為發芽培養基中不同時期的煙草生長情況，同樣地，圖四中的煙草花葉也比圖三種的要大。圖二、圖四的煙草葉表面有一層毛毛的增生，葉片由平躺到向內或向外彎曲，葉片的顏色也變得越發鮮艷、明亮。4討論對于同一外植體來說，不同成分的培養基能誘導其不同部位的增值。而不同的外植體對于同一種的培養基也會有不同的效果。在設計實驗的時候，必需遵循一定的原則，即保持大多數參數的一致，只改變一個，或兩個的參數，這樣能讓我們更有效地得到某一參數對其實驗結果的影響。如我們的實驗式通過了保持培養溫度、光照、外植體的一致，改變的是培養基的成分。而實驗的結果就表明了就算是同樣的外植體，對于不同成分的培養基，會增值出不同的器官。百合的組織培養摘要 本實驗利用新鮮百合的不同部位放置于不同成分的用于誘發芽增值的培養基中進行培養，以期得到不同外植體部位對培養的影響以及不同培養條件對培養效果的影響1前言 高等植物的組織培養（tissue culture）技術是指分離一個或數個體細胞或植物體的一部分在無菌條件下培養的技術。通常我們所說的廣義的組織培養，是指通過無菌操作分離植物體的一部分(即外植體explant)，接種到培養基上，在人工控制的條件進行培養，使其生成完整的植株。百合是世界著名的觀賞花卉之一，其栽培品種繁多，花色鮮艷，適宜溫室周年栽培，鮮花市場銷量很大，鮮花需求量逐年增加，在我國花卉市場占有重要地位。但百合的種球生產對環境條件要求較高，生產周期長，生產成本高，傳統的繁殖方式容易導致百合種球感染病毒，造成種性降低。為了提高生產量，降低生產成本，組織培養是一項有效的途徑。2材料與方法材料 新鮮百合方法2.1培養基的配置2.1.1MS+0.5mg/L 6BA+0.5mg/L NAA+3%蔗糖+瓊脂 7g/L2.1.2 N6+0.5mg/L 6BA+0.5mg/L NAA+3%蔗糖+瓊脂 7g/L2.1.3 B5+0.5mg/L 6BA+0.5mg/L NAA+3%蔗糖+瓊脂 7g/L2.2百合的芽增殖2.2.1打破休眠48溫水中每隔23min提起再泡入，反復23次后在4水中浸泡1h（冰箱中也可以）2.2.2將磷=鱗莖用自來水沖洗干凈，分瓣，在自來水下沖30min于超凈臺內75%乙醇10s左右2.2.3放到0.1%升汞中15min后用無菌水洗5次2.2.4切去爛的部分，每塊0.5cm21.0cm2接種，取上，中兩部分，采取平躺式放入培養基培養，各接種四個培養基，一個培養基34塊。2.2.5封口，貼上標簽。觀察，記錄數據，計算出綠率和出芽率，污染率。3結果與分析3.1 不同部位不同培養基對外植體的影響 通過實驗結果我們發現三種培養基對于百合不同部位的出綠率都差不多，主要的分歧在于出苗率的不同。對于培養百合的芽增殖來說，選用N6培養基更好，因為后者的比MS、B5要穩定，對于百合的上部與中部都有一定的效果，但若果我們要培養百合中部的話，選用MS的培養基會比較適合，因為我們能看到MS培養基對于中部的誘發有很好的效果，出苗率高達80%。而B5的培養基主要作用在百合的上部分。4討論這個試驗中一共有兩個參數的變化，分別是外植體的種類和培養基的種類。在設計實驗的時候，必需遵循一定的原則，即保持大多數參數的一致，只改變一個，或兩個的參數，這樣能讓我們更有效地得到某一參數對其實驗結果的影響。 玉米幼胚再生體系的建立摘要 本實驗以玉米的幼胚為實驗材料誘導愈傷組織，實現愈傷組織的分化培養。實驗的結果表明，愈傷的誘導率為86.5%，出綠率為8.1%，出苗率為5.4%。下面會用本組的數據與其他組數據做對比從而得出一系列的結論。還會討論在玉米幼胚培養是所要注意的事項。1前言 植物組織培養首先不僅可以生產大量的優良無性系，而且可以獲得人類需要的多種代謝物質，其次，細胞融合可打破種屬間的界限，克服遠緣雜交不親和性障礙，在植物新品種的培育和種性的改良中發揮著巨大的作用。玉米是重要的糧食、飼料和工業用農作物，它的組織培養一直受到人們的普遍重視，建立高效的再生系統是進行突變體篩選、抗性、育種工作，特別是轉基因研究的基礎。2材料與方法材料 玉米幼胚方法2.1培養基的配置2.1.1玉米幼胚的愈傷誘導培養基2.1.1.1MS+2,4-D 2mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L 2.1.1.2 N6+2,4-D 2mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L2.1.1.3MS+6BA 0.5mg/L+2,4-D 0.1mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L 2.1.1.4 N6+6BA 0.5mg/L+2,4-D 0.1mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L2.1.1.5 MS+2,4-D 4mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L2.1.1.6 N6+2,4-D 4mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L2.1.1.7 MS+2,4-D 2mg/L+NAA 0.1mg/L2.1.2玉米幼胚愈傷組織的分化培養基2.1.2.1 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L2.1.2.2 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L2.1.2.3 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L2.1.2.4 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L2.1.2.5 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 1.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L2.1.2.6 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L2.1.2.7 MS+蔗糖30g/L+瓊脂7g/L+BA 3.0mg/L+NAA 0.5mg/L+水解酪蛋白 0.3g/L+谷氨酰胺0.7g/L2.2玉米幼胚的誘導2.2.1按照所需配好培養基2.2.2將所需培養基、培養皿等器具進行高壓高溫滅菌2.2.3將玉米顆粒用紗布包好，用棉線捆好，剪去多余的紗布與棉線，把捆好的玉米放到0.1%升汞中滅菌10min，然后用無菌水洗滌四次后取出，解開紗布，用解剖刀和鑷子找到玉米顆粒中的幼胚，將其取出放到培養皿中，一個培養皿放6-8顆，放四個培養基。2.2.4封口，貼上標簽，觀察，記錄數據，計算污染率和誘導率。2.3水稻愈傷組織的分化2.3.1小心挑取色澤新鮮、狀態好的胚性愈傷組織。2.3.2接入滅菌的培養基中，每瓶接種34塊愈傷組織，共四瓶。2.3.3封口，貼上標簽，放置在培養室25,2000lx每天光照10h。3結果與分析3.1玉米幼胚的愈傷誘導 不同培養基對玉米幼胚的愈傷誘導影響愈傷誘導培養基污染率（%）誘導率（%）MS+2,4-D 2mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L2.786.5N6+2,4-D 2mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L390.9MS+6BA 0.5mg/L+2,4-D 0.1mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L00N6+6BA 0.5mg/L+2,4-D 0.1mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L10100MS+2,4-D 4mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L050N6+2,4-D 4mg/L+糖 30g/L+瓊脂 7g/L3070MS+2,4-D 2mg/L+NAA 0.1mg/L509.3 實驗結果表明我們組的玉米幼胚愈傷誘導率為86.5%，污染率為2.7%。玉米的愈傷如圖顯示，比較致密、顏色微黃，出的苗也不多，為比較理想的誘導結果。3.2玉米幼胚的愈傷分化 不同培養基對玉米幼胚的愈傷分化影響玉米幼胚愈傷分化培養基出綠