高等醫學院校基礎醫學實驗教材

供臨床醫學、預防、檢驗、影像、中西醫結合、護理、藏醫等專業使用

醫學機能學實驗教程

YIXUEJINENGXUESHIYANJIAOCHENG

主編：劉永年

副主編：王建新張偉王利彥

第一章緒論

第二章機能實驗的基本知識

第三章機能實驗常用儀器

第四章機能綜合實驗項目

附錄參考文獻

第一章機能實驗學緒論

一、機能實驗概述

機能學實驗是將原來生理學、藥理學和病理生理學三門學科實驗有機融合而來的新課程。生理學主要研究

正常人體功能活動規律，病理生理學研究疾病狀況下的機體功能活動規律，而藥理學是研究機體與藥物相互作

用的規律。這三門學科在理論上相互溝通、相互聯系，實驗方法和手段相似，都是實驗性學科，他們的理論、

學說和各種結論都要來自于科學實驗。機能學實驗并不是這三門學科實驗簡單的疊加I,而是將他們有機地整合,

這樣不僅可以提高儀器設備的使用率，減少實驗教學中的重復建設，而且可以打破以學科為中心的傳統課程體

系，使學科間相互交叉、滲透，有利于培養學生的實驗技能和分析問題的能力。

人們對疾病的認識首先要從正常的生理功能開始，隨后了解疾病的病理生理，繼之研究藥物的作用及其作

用機制。機能實驗課力圖通過對生理現象的觀察、病理動物模型的制備和藥物救治，以及實驗過程中各種生理、

病理現象的觀察與處理等等，使廣大同學的獨立思考、細致觀察、綜合分析等實際工作能力得以訓練和提高。

機能學實驗主要內容包括：生理科學機能學科實驗常用儀器的基本原理及使用方法；實驗動物的選擇及局

部手術；實驗基本操作技術；實驗常用溶液的配制；實驗設計與數據處理及實驗報告的書寫等等。

機能學實驗常常選擇動物為實驗對象，常用的實驗方法有離體組織、器官實驗和在體組織、器官實驗，或

急性實驗和慢性實驗等。離體組織、器官實驗是從活著的或剛處死的動物身上取出欲觀察的組織或器官，置于

人工環境中，盡可能維持其生存并使其在一定時間內保持生理功能，而后進行實驗研究。例如，為觀察心臟的

生理特性和藥物對其影響，可取動物的離體心臟或部分心肌為材料；當觀察神經本身的生物電活動時，可取動

物離體神經，放在適當的環境下，記錄其生物電現象。并且可用細胞分離和培養技術進一步觀察細胞各種微細

結構的功能和細胞內物質分子的各種物理化學變化，以闡明生命活動的基本規律及疾病和藥物對生命活動的影

響。在體組織、器官實驗是在麻醉或毀損動物腦組織使其失去知覺的情況下，進行在體解剖暴露的組織器官實

驗。例如，觀察迷走神經對心臟活動的作用時，可解剖暴露動物頸部迷走神經并開胸暴露心臟，用電刺激迷走

神經，觀察、記錄心臟的活動，或觀察藥物對迷走神經及心臟的作用。同樣，觀察某些藥物對血流動力學影響

時，可直接將導管插入心臟或血管記錄其變化等。在體實驗不同于離體器官實驗，在整體情況下，所觀察到的

器官活動，受身體多種因素的影響，所觀察到的作用，不一定是藥物直接作用于該組織器官的結果。離體與在

體組織、器官實驗結果往往是互補的，有利于進一步分析生理因素的相互作用。急性實驗和慢性實驗是按實驗

時間長短來區分的。急性實驗一般只觀察幾個小時，最多一兩天。慢性實驗長達幾個星期、兒個月或更長。

實驗研究的步驟大體可分為三個階段：即確立命題并提出工作假說，制定研究方案并開展研究，分析實驗

結果和從中得出結論。確立命題就要提出所要研究的問題、要解決的疑難問題。工作假說是假設的答案，有了

假說才能著手研究。工作假說是研究者智慧和知識的體現，要進行卓有成效的研究，必須擴大我們的知識面，

提高我們的智慧。確立命題并提出工作假說，就是制定實驗方案和開展具體的實驗研究，所制定的方案應盡量

周密、方法可靠，這樣得出的結果才可信。結論是實驗結果的邏輯延伸，是對實驗結果的理論認識，是通過對

結果的分析、綜合、歸納、演繹等邏輯推理總結出來的規律。

二、機能實驗課的目的和要求

(-)目的

機能學實驗的設立要通過專門的實驗課程，學習和訓練有關的基本知識、基本技能和基本方法，了解實驗

科學知識的來源和研究的具體過程，為今后從事實際工作和科學研究奠定基礎。通過該課程的學習應掌握常用

實驗儀器的原理及使用方法；掌握常用實驗動物的選擇和局部手術操作；掌握常用實驗溶液的配制方法；學會

實驗資料的收集、整理和數據處理；學會對實驗結果的分析、整理和實驗報告的正確書寫。從而提高對機能學

科知識更進一步的理解，提高解決實際問題的能力，提高科學思維的能力，培養對科學工作嚴謹求實的作風。

(二)要求

1.實驗前

(1)仔細閱讀實驗教材，復習有關學科的理論知識，了解實驗目的、原理；

(2)充分理解實驗方法和操作步驟；

(3)預測實驗結果，以及實驗中可能出現的問題；

(4)設計好實驗結果記錄的方式。

2.實驗時

(1)按照實驗步驟認真操作，正確捉拿實驗動物和使用儀器，準確計算所用藥量；

(2)正確安裝連接實驗設備，將實驗器材妥善擺放，做到有條不紊地進行各項操作；

(3)認真、仔細地觀察實驗過程中所出現的現象，準確、及時、客觀地記錄實驗結果；不允許實驗后憑記

憶補記實驗結果；

(4)根據所學學科內容，分析實驗結果及該結果的意義。盡量找出出現非預期結果的原因；

(5)注意愛護公共財物，節約實驗材料。

3.實驗后

(1)整理實驗結果，認真填寫實驗報告，回顧實驗成功與失敗的原因；

(2)整理實驗器材，將所需清潔的器械沖洗干凈，按規定妥善安放；

(3)正確處死動物，將動物及其它廢物放到指定地點，做好實驗室衛生，注意門、窗、水、電安全。

三、實驗報告的書寫格式

(-)實驗報告的含義及其重要性

實驗報告是指把某項實驗的目的、方法、結果等內容如實地記錄下來，又經過整理而寫出的書面報告，是

完成?項實驗后的全面總結，它可使同學們對實驗過程中獲得的理論知識和操作技能進行全面的總結，將感性

認識提高到理性認識。一份好的實驗報告應記述明確的實驗目的、可靠的實驗方法、取得的結果和對實驗結果

進行綜合分析得出的正確結論。同時，還應指出尚未解決的問題和實驗尚需注意的事項。

書寫實驗報告的過程是用所學基礎醫學的基本理論對實驗結果進行分析綜合、邏輯思維上升為理論的過程,

也是鍛煉學生獨立分析和解決問題、準確地進行科學表達的過程。因此，實驗報告的書寫能使學生在專業知識、

自學能力、思維能力、研究能力、表達能力和科學態度等方面都得到培養訓練和提高。

（二）實驗報告的書寫格式

實驗報告要求結構完整、文字簡練、條理清楚，并注意科學性和邏輯性，有固定的格式。其格式如下：

姓名：班級：組別：日期：

實驗名稱：

實驗目的：

實驗對象：要寫明實驗對象的種類、體重；

實驗方法：

結果：

分析及討論：

結論：

（三）怎樣寫好實驗報告

1.實驗名稱即實驗報告的題目。

2.實驗H的、原理實驗H的主要是說明通過實驗驗證有關學科的理論或某些結論及所要達到的預期結果。

實驗原理指所設計的實驗方案的可行性理論依據。目的和原理應書寫簡短的文字，寫明觀察什么？探討什么問

題？

3.實驗方法及操作步驟這部分是指實驗所使用的材料、方法和實驗操作程序等。寫作內容主要包括以

下兩方面：

（1）實驗材料和藥品實驗中所用的生物標本的來源、制作和預處理；各種儀器設備名稱、規格型號；藥

品或試劑的名稱、生產廠家；動物名稱、種系、品系、選擇標準與動物特征（如性別、年齡、身長、體重、健

康狀況等）、數量等逐項說明，交代清楚。

（2）實驗方法、步驟包括觀察指標、手術、標本的制作過程、記錄的手段和方法，以及實驗所使用的裝置、

實驗條件等。要按實驗時實際操作程序和具體情況，真實而詳細地記錄，以反映實驗進行的實際過程，使他人

能清楚了解實驗過程。其表達形式可采用文字按序號列點描述，也可列表或繪出操作流程圖、箭頭圖來表述。

4.結果實驗結果指實驗材料經實驗過程加工處理后得到的結果。它是實驗結論的依據，是實驗報告的核

心。其內容包括：

（1）實驗過程中所觀察到的各種現象，包括看到的定性、定量結果，動態變化過程及最終結果。

（2）實驗所測得的全部原始數據、圖象，包括實驗數據的計算過程、公式和單位。需要統計學處理時，也

應說明其處理過程和結果。

實驗結果的表達方式，可按不同類型的實驗結果選用不同的表達方法。如計算要寫出計算公式、計算過程、

計算結果，并標出計算單位，數據要有一定精確度；數據結果可用圖表來表示。結果以照片表示時，要求主題

明確，背景簡潔，重點突出，層次分明。對定性實驗結果，可用“-"、“+”、“++”、“+++”等表示。

只有認真觀察、準確記錄，嚴格按照操作步驟認真操作，才能得出可信的實驗結果。實驗課不是對前人的

實驗進行簡單的重復，切忌用理論推導結果代替實驗，特別是實驗結果與前人不一致時;更要仔細觀察、認真

分析、尋找原因。絕不可偽造或與別人對數據后更改實驗數據。為了避免發生錯誤和遺漏，必須根據實驗觀察

的記錄加以整理，隨后寫出實驗結果。

5.分析討論討論就是針對實驗所觀察到的現象與結果，聯系理論知識，對實驗結果進行分析和解釋。主

要包括：闡明由實驗結果說明有關的理論和概念；指出實驗結果或結論的意義；分析個人在本次實驗中的失誤、

誤差或總結個人本次實驗成功的經驗和體會；指出需要進一步探討的問題，對實驗的改進意見或建議等。

6.結論是本實驗所發現或所能證明的問題，要簡單明了、證據充分。

總之，一篇好的實驗報告應該寫成?篇好的科學論文，文字簡明，記錄準確，方法結果可靠，分析符合邏

輯，結論可信。實驗結論和討論的書寫是富有創造性的工作，應嚴肅認真?不要滿足或拘泥于書本的解釋，不

應盲目抄襲書本或別人的作品。

四、機能實驗考核辦法

機能學實驗課根據出勤、預習、實驗操作、提問和實驗報告情況進行考核，最后取各次實驗成績的平均分

為實驗總成績。

(-)預習

1.復習與實驗有關的理論內容。

2.熟悉有關手術器械和儀器的使用方法。

3.查閱實驗中所用藥品、試劑的作用、劑量及毒副作用。

4.列舉出本次實驗的操作要點、預期結果和注意事項。

(二)操作

1.正確制作實驗標本或正確進行手術操作(包括麻醉、固定、手術及連接各種引導與換能裝置)。

2.正確連接各種觀察記錄儀器，要求學會調試，使之工作在所要求的狀態。

3.正確使用各種藥物或試劑。

4.正確觀察、記錄各種生物信號，正確測定體液或排泄物中的某種成分，準確讀取數據。

5.隨時分析實驗中出現的問題，并提出解決方案。

(三)實驗報告

1.根據實驗項目要求整理實驗數據，繪制圖表與曲線。

2.正確分析實驗結果，總結實驗的收獲與體會。

3.正確書寫實驗報告，格式正確、文字通順、字跡端正。

4.正確回答實驗指導中提出的問題。

第二章機能實驗的基本知識

一、常用實驗動物的基本知識

(-)常用的實驗動物

1.小鼠(mouse)

小鼠屬哺乳綱，嚙齒目，鼠科。小鼠性情溫順，膽小怕驚，喜群居在較暗的安靜環境，

體小嬌弱，不耐冷熱，不耐饑餓，對環境的適應性差，對外來刺激極為敏感，對多種毒素、

病原體和致癌物質具有易感性。

小鼠體型小，易于飼養管理。6?7周齡時性成熟，性周期4?5天，妊娠期19?21天，

每胎產仔8?15個，一年產6?10胎，屬于全年多發情性動物，生育期一年，壽命2?3年

由于小白鼠繁殖周期短，產仔多，生長快，飼料消耗少，價格低廉，溫順易捉，操作方

便，因此在醫學實驗中被廣泛使用。特別適合于需要大量動物的實驗，如藥物篩選、半數致

死量和藥物的效價比較等，還可用于制作各種實驗性疾病的病理模型。另外，在各種藥物和

疫苗等生物鑒定工作中也很常用。

2.大鼠(rat)

大鼠屬哺乳綱，嚙齒目，鼠科。大鼠性情較兇猛，易激怒，抓捕時易咬手。大鼠抗病力

較強，但對營養物質如維生素、氨基酸的缺乏敏感，可以發生典型癥狀。大鼠不能嘔吐，無

膽囊，無汗腺，尾巴為散熱器官。

大鼠繁殖力強，2月齡時性成熟，性周期4天左右，妊娠期20天，一胎產仔8只左右，

為全年多發情性動物，壽命3?4年。

大鼠較小鼠體大，又具有小鼠的其他優點，所以對需要做較大體型的實驗，用大鼠比較

合適，如離體心臟灌流、直接記錄心室內壓等。另外，大鼠對許多藥物的反應常與人類一致,

尤其是對人類致病的病毒、細菌等非常敏感，因此，大鼠廣泛用于高級神經活動、心血管、

內分泌、實驗性腫瘤及營養等方面的研究。由于大鼠價格較便宜，所以某些實驗（如缺氧、

失血性休克等）可以用大鼠代替家兔而不影響實驗結果，但實驗技術的操作難度較家兔略大。

3.家兔（rabbit）

家兔屬哺乳綱，嚙齒目，兔科，草食性哺乳動物。家兔膽小怕驚，喜安靜、清潔、干燥

的環境。家兔胸部的縱隔將胸腔一分為二，心包膜將心臟單獨隔出，因此做心臟手術時如不

破壞縱隔，它可以正常呼吸而不必人工輔助呼吸。頸部有單獨的降壓神經分支。耳朵大，血

管清晰可見，便于注射、取血。家兔的抗空氣感染力強，術后不易感染。但家兔系草食動物,

在消化系統方面與人相差很遠。此外家兔缺乏咳嗽和嘔吐反射，所以不適于這些問題的研究。

另外，家兔心血管系統比較脆弱，手術時易發生反射性衰竭。

家兔為刺激性排卵，雌兔每半個月發情排卵詼，每胎產仔7?10只，壽命8年。家兔

是機能學實驗常用的大動物，多用于急性實驗，也用于慢性實驗，能復制多種病理過程和疾

病，如水腫、發熱、炎癥、電解質紊亂、失血性休克和動脈粥樣硬化等。目前常用的品種有

大耳白兔、青紫藍兔和新西蘭白兔。

4.蟾除（toad）和青蛙（frog）

兩者均屬兩棲綱，無尾目，蟾蛛屬蟾蛛科，青蛙屬蛙科。它們的幼體形似小魚，用鯉呼

吸，成體尾巴消失，在陸地上生活，用肺呼吸；雄蛙頭部兩側各有一個鳴囊（蟾蛛無鳴囊）。

蟾蛛背部皮膚上有許多疣狀突起的毒腺，可分泌蟾除毒液，尤以眼后的橢圓狀耳腺分泌的毒

液最多。蟾蛛比青蛙在捕捉和飼養等方面更為簡便，故在實驗中用途較廣。蟾蛛發情時間為

4日?4周，每年2月下旬至3月下旬發情一次，產仔1000?4000個，壽命10年。

蟾除和青蛙是教學實驗中常用的小動物。其心臟在離體情況下仍能較長時間有節律的搏

動，常用于心功能不全、致病因素對心臟的直接作用等模型。蛙舌和腸系膜是觀察炎癥和微

循環變化的良好標本。另外，蛙類也可用于水腫和腎功能不全的實驗。

小鼠、大鼠和兔的常用生理生化指標的正常值見表2-1。

表2-1小鼠、大鼠和兔的正常生理生化值

小鼠大鼠兔

心率（平均，次/分）600328205

收縮壓（清醒，kPa）12.7?1411?1612.7—17.3

呼吸頻率（平均，次/分）1638651

通氣量(ml/min)24731070

血紅蛋白（g/L）100-190120-17580?150

紅細胞（xio“/L）7.7—12.57.2?9.64.5-7.0

白細胞（X107D4.0—12.05.0-25.06.0-13.0

血小板（XIO7L）15.7—26.010?3026?30

總血量（占體重%）8.37.48.7

血清K(mmol/L)一3.8-5.42.7-5.1

血清Na*(mmol/L)—126?155155-165

血清Cl(mmol/L)一94?11092?112

(二)實驗動物的選擇

機能學實驗研究選用何種動物，是必須認真考慮的問題。任何使用實驗動物進行實驗的

目的，都是用最少的動物數達到最大的準確度、最好的穩定性和可重復性。因此，要根據實

驗的目的、內容和特點選用符合要求的動物。實驗動物的選擇般遵循以下幾個原則：

(1)選用與人的機能、代謝、結構及疾病特點相似的實驗動物。

(2)選用對實驗敏感或患有人類疾病的動物。

(3)選用解剖、生理特點符合實驗要求的動物。

(4)選用與實驗設計、技術條件、實驗方法及條件相適應的動物。

(5)選用有利于實驗結果解釋的動物。

(6)選擇符合《實驗動物管理條例》的合適動物。

實驗動物的選擇條件：

動物對外界刺激的反應存在著個體差異，為了減少實驗誤差，在選擇實驗動物時應考慮

動物的年齡、體重、性別、生理狀態、健康狀況以及動物的等級等。

1.年齡、體重實驗動物的壽命各不相同，所以在選擇動物年齡時，應注意到各種實

驗動物之間、實驗動物與人之間的年齡對應，以便進行分析和比較。實驗動物的年齡與體重

一般呈正比關系，所以可以根據體重估算年齡(表2-2?表2-4)。急性實驗宜選用成年動物,

慢性實驗可選擇年幼動物。減少同一批實驗動物的年齡和體重差異，可以增加實驗結果的可

比性。

表2-2大耳白兔年齡與體重的關系

年齡(d)雄性體重(g)雌性體重(g)年齡(d)雄性體重(g)雌性體重(g)

3051053021032003510

601170118024034003990

901710179027035004240

1202380247030036304380

1502650288033036604460

1802890315036037304550

表2-3大白鼠年齡與體重的關系

年齡(d)體重(g)年齡(d)體重(g)

2018140216

4040160228

6080180240

80130200250

100165220260

120196

表2-4小白鼠年齡與體重的關系

年齡(d)體重(g)年齡(d)體重(g)

1047025

2088027

30149028

401810030

502212032

6024

2.性別實驗表明，不同性別的動物對同一致病刺激的反應或對藥物的敏感性不同，

如給大鼠麻醉劑(戊巴比妥鈉)時，雌性動物的敏感性為雄性動物的2.5-3.8倍。而心臟缺血

再灌注損傷實驗時，雄性大白鼠比雌性大白鼠容易成功。因此，如實驗對動物性別無特殊要

求，宜選用雌雄各半，若已證明有性別影響時，最好選用同一性別動物。通常可根據征象進

行動物的性別判定(表2-5)。

(1)哺乳類動物的性別辨認方法

表2-5哺乳類動物性別判定的征象

雄性雌性

體型體大，軀干前部較發達體小，軀干后部較發達

性征生殖孔有性器官突起，有明顯陰囊無性器官突起，乳頭較明顯

其他肛門和外生殖器距離較遠，小鼠的肛門和外生殖器距離較近，小鼠的股

肛門與生殖器之間長毛門與生殖器之間有一無毛小溝

(2)蛙類的性別辨別雄性蛙類前趾蹊上有棕黑色的小突起，雌性沒有；提起動物時，

前肢作環抱狀則為雄，前肢呈伸直狀則為雌；用右手拇指及食指夾皮膚提起時，雄性青蛙通

常會發出叫聲，而雌性青蛙不會叫。

3.健康狀況動物的健康狀況對實驗結果正確與否有直接影響。動物處于衰弱、饑餓、

疾病或氣候寒冷、炎熱等情況下忖，實驗結果很不穩定。健康狀況不好的動物，不能用作實

驗。

哺乳類動物健康的一般判定方法如下：

(1)一般狀態：發育良好，眼睛明亮有神，喜活動，反應靈敏，食欲良好。

(2)毛發：被毛濃密有光澤且緊貼身體，無脫毛、蓬亂現象。

(3)皮膚：無創傷、膿瘍、疥癬、濕疹。

(4)頭部：姿勢端正，眼結膜無充血，眼、鼻、耳無分泌物流出，不打噴嚏。

(5)腹部：不膨大，肛門區清潔，無稀便或分泌物。

(6)爪趾：無潰瘍，無結痂。

4.生理狀態動物的生理狀態如懷孕、哺乳等對實驗結果影響很大，所以實驗不宜采

用處于特殊生理狀態的動物。

5.等級目前我國將醫學實驗動物分為普通動物、清潔動物、無特殊病原菌動物(SPF

動物)和無菌動物四級。各級動物具有不同特點，分別適用于不同的研究目的。實驗中最常

用的動物為無菌動物、SPF動物和普通動物，表2-6列舉了這三種實驗動物的特點。

表2-6不同級別實驗動物的特點比較

實驗項目無菌動物SPF動物普通動物

傳染病或寄生蟲無無有或可能有

實驗結果明確明確有疑問

應用動物數少數少數多

統計價值好可能好困難

自然死亡率很低低高

長期實驗存活率約100%約90%約40%

實驗的準確設計可能可能不可能

實驗結果的討論價值很高高低

二、實驗動物的基本操作技術

（-）實驗動物的捉拿和固定

動物的捉拿和固定是動物實驗的基本操作，實驗者應當熟練掌握。應根據動物習性的不

同，用相應的方法迅速將其固定在便于實驗操作和觀察記錄的體位，要求整個過程要大膽仔

細，不可粗暴。下面介紹幾種常用實驗動物捉拿和固定的方法。

1.家兔的捉拿家兔習性溫順，除腳爪銳利應避免被其抓傷外，較易捕捉。兔自籠內

取出時，應用拇指與其他四指抓住其項背部皮膚，輕輕提離籠底，再以另一手托住其臀部，

將其重心承托在掌上。切忌以手抓提兔耳、拖拉四肢或提拿腰背部，強行從籠中拖出（圖2-1）。

圖2-1家兔的抓取方法

（1）、（2）、（3）均為不正確的抓取方法，（1）可損傷兩腎；（2）可造成皮下出血；（3）可損

傷兩耳；（4）、（5）為正確的抓取方法（頸后部的皮厚可以抓，并用手托兔體）。

2.家兔的固定依不同的實驗需要，可選用兔盒固定或兔臺固定。

（1）兔盒固定若僅作兔頭部操作，如耳緣靜脈注射、取血或觀察耳部血管的變化等，

可將兔放入木制或鐵制的兔盒內，使頭部伸出兔盒前壁凹形口，關上兔盒頂蓋即可。

（2）兔臺固定常用背位交叉固定法。可用于急性實驗，如頸、胸、腹部、腹股溝部手

術以及觀察描記血壓、呼吸等。方法：先把固定帶（繩）做成活圈套，分別套住家兔的四肢

（前肢固定于腕關節以上，后肢固定于踝關節以上），抽緊布帶（繩）的長頭，然后將兔仰臥

位放在兔臺上。首先將兔兩腿分開將后肢綁緊于兔臺底端的金屬框上，然后將兩前肢的固定

帶在背部交叉后分別壓住對側前肢的前臂，接著將固定帶綁緊于兔臺兩側的金屬框上，最后

將頭部用兔頭固定器固定，適當調整兔頭固定器的高度，使兔的頸部平直。要做到固定牢、

體位正。

3.大白鼠的捉拿和固定大白鼠被激怒后易咬人，所以在實驗前應盡量避免刺激它，

應戴帆布手套捉拿，而不用止血鉗鉗夾其皮膚。方法：先捉住大鼠的尾巴，將其從鼠籠提出，

置于實驗臺上。左手將大鼠壓住，食指放在左前肢前，中指放在左前肢后，將頭部和前肢固

定在手中，再用手掌和其余手指的力量將鼠身握住，用右手拉住其尾部，將尾巴拉緊，另一

人即可協助進行腹腔注射等操作。也可以用一手抓其頸部皮膚，另一手拉緊其尾部將其短時

固定。若要做手術，則需在大白鼠全麻后用橡皮筋將其固定在大鼠板匕

4.小白鼠的捉拿和固定小白鼠較大白鼠溫和，一般不需戴手套捕捉，但也要提防被

它咬傷。方法：用右手抓住鼠尾將其從籠中提出并置于鼠籠匕在其向前爬行時，將鼠尾略

向后拉，然后以左手拇指與食指夾住頸后部皮膚，使鼠離開鼠籠，用左手無名指和小指壓住

鼠尾及后肢，小鼠即被固定(圖2-2),此時可用右手進行技術操作，如腹腔注射等。時間

較長的固定，可用棉線將小鼠固定于小鼠板上。

圖2-2小白鼠捉拿法

5.蛙類的捉拿和固定用左手將蛙的背部緊貼手掌固定，以中指、無名指、小指壓住

其左腹側和后肢，拇指和食指分別壓住左、右前肢，右手進行操作。在捉拿蟾蛛時，注意勿

擠壓其兩側耳部突起的毒腺，以免毒液射到眼中。如實驗時間較長，可破壞其腦和脊髓或麻

醉后用蛙釘固定在蛙板上。依實驗需要采取俯臥位或仰臥位固定。

(二)動物被毛的去除方法

動物的被毛常能影響實驗操作和結果的觀察，因此手術操作前常需去除動物的被毛，去

毛范圍應大于手術范圍。目前常用的去毛方法有以下三種：

1.剪毛法動物固定后，用粗剪刀緊貼皮膚依次剪去被毛。剪毛時要以左手把皮膚繃

緊，切忌一手提起被毛，另一手剪，這樣容易剪破皮膚。剪下的毛要放入盛毛盒內，并用溫

紗布擦去剪好部位留下的毛以防止被毛到處飛揚。

2.拔毛法兔耳緣靜脈注射或取血時以及給大、小白鼠做尾靜脈注射時，需將其局部

被毛拔去。拔毛可刺激局部皮膚，有使血管擴張的作用。

3.脫毛法多用于無菌手術視野的準備以及觀察動物局部皮膚血液循環等。方法：首

先剪短動物被毛，然后涂脫毛劑，2?3min后用溫水清洗干凈，最后涂上一層凡士林。常用

脫毛劑的配方有以下幾種：

(D硫化鈉3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加水適量調成糊狀。

(2)硫化鈉8g,淀粉7g,葡萄糖4g,甘油5g,硼砂1g,水75ml。

(3)硫化鈉8g,水100mL

以上幾種脫毛劑適用于家兔、大白鼠、小白鼠等小動物的脫毛。

(三)實驗動物的給藥方法

動物實驗是醫學實驗研究的基本方法，根據實驗目的、所選用實驗動物種類、藥物劑量

的不同，對實驗動物實施不同的給藥方法是十分重要的。下面主要介紹在基礎醫學實驗教學

中常用的一些給藥方法。

較常見的給藥方法有：攝入法給藥、注射法給藥、涂布法給藥和吸入法給藥，其中前兩

種方法較為常用。

1.攝入法給藥

攝入法是經消化道給藥，有自動口服給藥、強制灌胃給藥和經直腸給藥3種方式。

(D自動口服給藥將藥物放入飼料或溶于飲水中，由動物自動攝入體內。此法的優點

是：操作筒便，不會因操作失誤而致動物死亡。不足的是由于動物狀態和飲食嗜好的不同，

飲水和攝取食量的不同，不能保證用藥后的藥效分析的準確性。同時，放入飼料或溶于水中

的藥物容易分解，難以做到平均添加。因此，該方法適用于動物疾病的防治、藥物毒性觀測、

某些與食物有關的人類疾病動物模型的復制等。

(2)強制灌胃給藥強制灌胃給藥能準確掌握給藥量、給藥時間、發現和記錄癥狀出現

時間及經過。但每天強制性操作定時給藥會對動物造成一定程度的機械損傷和心理影響。為

減少不良影響，必須充分掌握灌胃技術。方法如下：

操作前，將胃管接在注射器上，大致測試一下從口腔至胃(最后一根肋骨后緣)的長度，

以估計胃管插入深度。成年動物插管深度一般是：小鼠3cm,大鼠3.5?5.5cm,狗20cm。

操作時，動物取直立或平臥體位，固定動物頭部，強迫張口，胃管壓在舌根部順上腭緩

緩插入至所需深度。插管時注意動物的反應，若動物反應強烈，應拔出胃管，檢查食管是否

有損傷，并重新操作。插管完成后應注意檢查胃管是否準確插入食管內，以防將藥物注入氣

管。給家兔、犬等中型動物灌胃時，應配合使用開口器，以免動物咬壞胃導管。

除使用胃管外，有時還可以讓動物在人工輔助下自行吞咽藥物，如實驗者把藥物放在豚

鼠舌根部，讓其閉嘴咽下。

2.注射法給藥

(1)皮下注射對大多數實驗動物來說，皮下注射最適宜的部位是頸背、腋下、側腹或

后腿肢體、臀部等。小鼠、大鼠和豚鼠一般用手固定于實驗臺上。不同實驗動物的注射部位

有所不同，犬、貓多在大腿外側，豚鼠在后腿內側或小腹部，大鼠可在左側下腹部。其操作

方法是：用左手輕輕抓起皮膚，右手把注射器針頭插入皮膚皺褶的基底部，沿身體縱向將注

射器推進5?10mm,并將針頭輕輕擺動，易于擺動表明已刺入皮下。再輕輕抽吸，若無回流

液體或血液時即可緩慢注入藥液。注射完畢拔出針頭，用手指輕壓注射部位，以免外漏。

(2)皮內注射皮內注射是將藥液注入皮膚的衣皮和真皮之間。可用于觀察皮膚血管通

透性變化或皮內反應，多用于接種、過敏實驗等。操作時，先剪去注射部位的被毛，消毒局

部，然后用左手將皮膚捏成皺裳，右手持針頭，將針頭與皮膚呈30°角，沿表層刺入皮內，

慢慢注入一定量的藥液。此時會感到有很大的阻力，并且注射部位皮膚表面馬上呈小丘疹狀

隆起，皮膚表面上的毛孔極明顯。如無以上表現，則可能注入皮下，更換部位重新注射。注

射后5min再拔針，以免藥液從針孔漏出。

(3)肌肉注射肌肉注射主要用于注射不溶于水而懸于油或其他劑型中的藥物。肌肉注

射應選擇肌肉發達、血管豐富的部位，如大鼠、小鼠和豚鼠后肢的外側；家兔、貓、犬的臀

部或股部。注射時固定動物，剪去注射部位的被毛，與肌肉層組織接觸面呈60°角刺入注

射器針頭，回抽注射器針檢無回血后注入藥液(小動物可免回抽針栓)。注射完畢后用手輕

輕按摩注射部位，促進藥液吸收。

（4）腹腔注射此注射方法是嚙類動物常用的給藥方法。注射部位應是腹部的左右下側

外1/4的部位，因為此處無重要器官。其中家兔在腹白線約1cm處，犬在臍后腹白線側緣1?

2cm處注射。給大鼠、小鼠注射時，左手捉拿動物，使腹部向上，頭部略低于尾部，右手持

注射器將針頭平行刺入皮下，再向前進針3?5mm,針頭能自由活動則說明刺到皮下。然后

注射器呈45°角斜刺入腹肌，進入腹腔。進入腹腔時可有落空感，回抽注射器，若無血液

或尿液回流時表示未傷擊肝臟和膀胱，可以按?定速度慢慢注入藥液。

（5）靜脈注射靜脈注射應根據動物的種類選擇注射的血管。大鼠和小鼠多選用尾靜脈,

家兔多選用耳緣靜脈，犬多選用前肢靜脈，豚鼠多選用耳緣靜脈或小隱靜脈注射。因為靜脈

注射是通過血管給藥，所以只限于液體藥物。如果是混懸液，可能會因懸浮粒子較大而引起

血管栓塞。

①耳緣靜脈注射一般采用耳廓外緣靜脈注射（家兔耳廓兩側血管為靜脈血管，中央為

動脈血管），兔耳血管分布如圖2-3所示。首次注射應選擇耳緣靜脈遠端，拔去局部兔毛，

用手指輕彈或用酒精棉球涂擦注射處皮膚,使局部血管擴張,左手拇指和中指捏住兔耳尖部,

食指墊在注射部位下，右手持注射器（選用5?6號針頭）刺入血管，回抽有回血，注射無

阻力，即可將藥液注入血管。注射完畢抽出針頭，用棉球壓迫注射部位數分鐘，以免出血。

此方法適用于體型較大的動物。

圖2-3兔耳血管分布

②尾靜脈注射尾靜脈注射主要用于大鼠和小鼠。鼠尾靜脈有3根,兩側及背側各一根,

左、右兩側尾靜脈較易固定，應優先選擇。注射時，先將鼠固定在鼠筒內或扣在燒杯中，露

出尾部組織，用45?50℃溫水浸泡鼠尾固定好，不要晃動，緩緩將藥液推入，注射完畢，

用棉球在注射部位輕輕揉壓，使血及藥液不致回流而漏出。

③前肢內側頭靜脈或后肢小靜脈注射注射時應先剪去注射部位的被毛，用碘酒和乙醇

消毒皮膚，在靜脈近心端用橡皮膠帶綁緊或用手捏緊，使血管充盈，針頭自遠心端向心刺入

血管，待回抽有血后，放松靜脈近心端，盡量緩緩地注入藥液。

④股靜脈或頸外靜脈注射有時用于大鼠和犬，但必須在麻醉狀態下進行。方法是切開

皮膚，使用注射器、血管插管等技術，直接對動物實施股靜脈或頸靜脈的注射給藥。

（四）常用實驗動物的麻醉方法

機能學實驗的一些動物實驗，特別是需要手術的實驗，為減輕疼痛、減輕動物的掙扎、

保持其安靜并便于操作，通常對動物采取必要的麻醉。針對實驗目的、手術方法、手術部位

以及動物種類的不同采用不同的麻醉劑和麻醉方法。

1.麻醉劑分類

(1)揮發性麻醉劑如乙醛、氯仿等。乙醛吸入麻醉比較常用，適用于各種動物。由于

其麻醉量和致死量差距大，所以比較安全，而且麻醉后蘇醒較快。但是它的局部刺激作用大,

可引起上呼吸道粘液分泌增多，并影響呼吸、血壓和心跳活動。

(2)非揮發性麻醉劑如苯巴比妥鈉、戊巴比妥鈉、氨基甲酸乙酯(烏拉坦)等。這些麻

醉劑使用方便，一次給藥可維持較長的麻醉時間，麻醉過程平穩，但缺點是動物蘇醒較慢。

2.麻醉方法

(1)局部麻醉常用于表層手術的麻醉，如頸、股部手術。一般用1%普魯卡因溶液沿

手術切口作浸潤性注射。首先沿切口方向將針頭刺入皮下(注意不能刺的太深以免進入肌

肉組織)，回抽針芯無回血后，注入少量藥物使之形成一皮丘，然后邊進針邊注藥直至整個

手術區域均被浸潤，最后在注藥部位輕輕操壓以使藥物浸潤速度加快。局麻藥的劑量沒有嚴

格要求，兔頸部一般需3ml左右，股部需2ml左右。在手術過程中可根據需要追加局麻藥。

(2)全身麻醉常用于手術部位較深或手術范圍較廣的情況，如心臟手術等。動物完全

麻醉的標準是：角膜反射遲鈍，呼吸變深、變慢，四肢松弛無力，腹松軟無緊張。全身麻醉

分為注射麻醉和吸入麻醉兩種。

①注射麻醉多采用腹腔注射或靜脈注射給藥。腹腔注射操作簡便易行，但起效慢，麻

醉深度不易控制；靜脈注射麻醉作用發生快，但操作有定難度。由于不同麻醉劑作用時間

長短以及毒性的差別，因此在進行注射麻醉時要嚴格控制藥物濃度、注射速度和用藥劑量

(表2-7)。

表2-7常用注射麻醉劑的用法和用量

麻醉劑動物給藥方法劑量(mg/kg)常用濃度(g/L)維持時間

戊巴比妥鈉狗、兔靜脈30302~4小時，中途追加1/5量，

腹腔40?5030可維持1小時以上，麻醉力強，

大、小鼠腹腔40?5020易抑制呼吸

烏拉坦兔靜脈750—10002002?4小時，毒性小，

大、小鼠腹腔800-1000200主要適用于小動物麻醉

氯醛糖大白鼠腹腔50203~4小時

兔靜脈80-10020

②吸入麻醉多用于大白鼠和小白鼠。將動物放入一個事先置有浸蘸乙醛棉球的干燥器

內，待動物吸入乙醛倒下后立即取出。山于乙醛的作用時間短，可準備一個內放浸有乙醛棉

球的小燒杯，在動物麻醉變淺時扣在其鼻部補吸乙醛以維持麻醉。注意：乙醛易揮發，燃點

很低，遇火容易燃燒，故操作過程中嚴禁明火。

(五)實驗動物的取血方法

1.家兔

(1)耳緣靜脈取血拔去血管表面皮膚被毛，用小血管夾夾住耳根部，輕彈耳殼或以二

甲苯涂擦局部使血管擴張，然后用酒精擦凈。用注射器在血管末梢端刺破血管取血或將針頭

逆血流方向刺入血管內取血，取血完畢后用棉球壓迫止血。

(2)耳中央動脈取血采血前先用1%普魯卡因2ml注入耳根部后下方的冠狀竇與側竇

間隙的深層組織以阻滯耳神經，待耳動脈充血后即可穿刺取血。此法動脈擴張約5min,采

血量可達10ml以上。

(3)頸外靜脈或頸總動脈取血動物麻醉固定后做頸部手術，分離出頸外靜脈或頸總動

脈(見頸部手術方法)。用注射器針頭向頸外靜脈的遠心端刺入或頸總動脈的向心方向刺入取

血。也可放置血管插管以供反復取血使用。

(4)股動脈或股靜脈取血首先分離出股動脈或股靜脈(見腹股溝部手術方法)，用注射

針頭向股靜脈遠心端方向或股動脈的向心方向刺入取血。當然也可分別插管，供反復取血使

用。

(5)心臟取血使家兔仰臥固定，手持注射器在第三、四肋間胸骨左緣3mm處垂直刺入

心臟，血液借心臟搏動進入注射器，一次可取血20-25nd,經6?7天后可以重復進行心臟

穿刺。穿刺時動作應迅速，注意針頭不要在胸腔內左右擺動，以防傷及心肺。

2.大鼠和小鼠

(1)尾靜脈取血可反復少量取血。固定動物后，把鼠尾放入45?50℃的溫水中或擦拭

二甲苯使尾部血管擴張，剪去鼠尾尖0.3-0.5cm,讓血流入容器或用毛細吸管吸取，必要時

用手輕輕從尾根部向尾尖部擠壓，取血后用膠布壓迫止血或電焰止血。

(2)眼球后靜脈從取血取10cm長的玻璃管，將端燒制拉成1?1.5mm的毛細管(吸

管

頭呈斜角)，把玻璃管浸入1%的肝素溶液，干燥后使用。用乙醛吸入麻醉小鼠或大鼠，使

其側臥。左手拉緊眼眶周圍皮膚，并輕輕向下壓迫頸部以阻礙靜脈回流，并使眼球外突，右

手持毛細管，由眼內眥部刺入，使毛細管沿眶壁推進并不斷向下捻動，插入約4?5mm即達

球后靜脈叢，血自毛細管口流出。拔出毛細管，放松左手，出血即停止。數分鐘后可重復穿

刺取血。小鼠一次可取血0.2ml,大鼠一次可取血0.5ml(.

頸外靜脈、頸總動脈、股動脈、股靜脈取血方法同家兔。

(3)心臟取血方法基本同家兔，但此法采血比較困難，少用。

(4)斷頭取血用粗剪刀剪斷鼠頭，提起動物，將鼠頸向下，把鼠血流入已備有抗凝劑

的容器內。

(六)實驗動物的處死方法

實驗結束后，常需將動物處死，常用的方法有以下幾種：

(1)頸椎脫臼法常用于小鼠。用鑲子或手指壓住小鼠的后頭部，另一只手抓住鼠尾用

力向后上方拉，頸椎脫臼后動物即死亡。

(2)斷頭法常用于小鼠、大鼠和蛙類。在動物頸部用粗剪刀將其剪掉，動物因斷頭和

大出血而死。

(3)打擊法常用于鼠。右手抓住鼠尾將其提起，用力摔擊鼠頭(也可用木錘用力打擊鼠

頭)使其致死。

(4)空氣栓塞法用注射器將一定量的空氣快速注入靜脈，使動物發生空氣栓塞而死亡。

對于家兔約需注入空氣20?40ml。

(5)大量放血法各種動物均可采用。自頸總動脈、股動脈等大量快速放血，使動物迅

速死亡。

(6)化學藥物致死法適用于各種動物。常采用過量氯化鉀，使心臟驟停在舒張期而致

死。如每只大鼠靜脈內注射25%的KC10.6ml。

(7)其他方法如蛙類可用探針經枕骨大孔破壞腦和脊髓致死，靜脈內注入過量麻醉藥

使動物致死等。

三、實驗動物常用手術方法

(-)常用手術器械的使用方法

玻璃滴管直止血鉗

圖2-4常用手術器械

1.手術刀用于切開皮膚。用力須均勻、適度，不可傷及皮下的肌肉組織，使用時注

意刀刃不要碰撞其他堅硬物品，用畢須單獨存放，刀刃必須保持清潔干燥。手術刀的握持刀

法見圖2-5。

圖2-5手術刀的握持方法

2.剪子

(1)粗剪刀用以剪毛或骨。

(2)手術剪常用來剪皮膚、皮下組織及氣管軟骨環等。剪時要注意將剪子的鈍端接觸

皮膚、組織或伸入腹腔內，而尖端留在外面，以免無意中損傷內部的組織或臟器。剪動物的

毛或骨不得使用手術剪。手術剪的握持方法見圖2-6o

圖2-6執剪姿勢及執鏡姿勢

(3)眼科剪精細易損，只限用于剪斷神經、血管和薄膜等細軟組織。不得用其來剪皮

膚、肌肉或其他粗硬物，更不能用它來剪毛。

3.鐐子

(1)解剖鎰前端有齒，適用于夾捏粗厚的組織及提拉切口處的皮膚。

(2)外科鑲前端無齒，不易造成組織損傷。手術鑲的握持方法見圖2-5。

(3)眼科鎰只用于夾捏細小的組織，如動靜脈插管時夾住血管的切口，也可以用于進

行血管和神經的游離。不得用眼科鑲夾皮膚等粗硬物。

4.鉗子

（1）止血鉗有大、小，有齒、無齒，直形、彎形之分，根據所鉗夾組織的解剖特點、

部位深淺、需要保持組織完整性的不同，可選用不同的止血鉗。用止血鉗止血時，要求動作

迅速、位點準確、所鉗夾組織盡量少。

（2）骨鉗咬切骨頭，多用于開顱及剪斷肋骨等。

5.持針器及縫針

持針器鉗夾在縫針的后1/3處，事先穿線以備縫合。縫針有彎形、直形、圓針、三角

針之分，三角針對組織損傷大，只用于皮膚縫合，彎形針適用于較深層組織的縫合。

6.鋅銅弓用于刺激神經肌肉標本，檢查其興奮性。

7.玻璃分針因其表面光滑不易損壞神經和血管組織，常用于分離神經和血管等組織。

8.金屬探針/脊髓破壞針用于破壞蟾蛛或蛙的腦和脊髓。

9.蛙心夾用于心臟活動的描記。使用時將一端夾住心尖，另一端借絲線連于杠桿或

換能器上。

10.蛙板15cmX20cm的軟質木板（或蠟板）。板中央放置一塊玻璃板，制備蛙類標本

應在清潔的玻璃板上操作。可用蛙釘、大頭針或圖釘將蛙腿固定在木板或蠟板上。

（~）家兔的頸部手術

包括氣管、頸總動脈和頸外靜脈的暴露、分離和插管。手術步驟如下：

1.稱重、固定和剪毛兔稱重后背位交叉固定于兔臺上，用粗剪剪去頸部被毛，剪下

的毛放入盛毛盒內。

2.麻醉在頸部正中線皮下注入1%普魯卡因3?4nli進行局部浸潤麻醉（不要將麻醉

藥注入肌肉內），麻醉范圍要略大于手術切口范圍。也可根據實驗要求進行全身麻醉，一般

選用20%烏拉坦（氨基甲酸乙酯），劑量5ml/kg或1%戊巴比妥鈉，劑量3ml/kg,自兔耳緣

靜脈緩慢注入。

3.皮膚切口術者左手撐平兔皮膚，右手持手術刀，以提琴弓式或餐刀式作頸部正中

線皮膚切口（不要傷及皮下肌肉組織），切口要正。切口范圍：上起甲狀軟骨，下達胸骨上緣。

兔皮膚切口亦可不用手術刀而用手術剪沿正中線剪開。

4.暴露分離氣管并進行插管，氣管插管的目的主要是為了輔助呼吸、連接缺氧瓶以及

描記呼吸曲線等。

（1）氣管的暴露和分離切開皮膚后，對肌肉、氣管、血管和神經的分離應用紋式鉗或

鑲子進行鈍性分離，只有在確認沒有血管和神經的情況下才允許用剪刀剪斷結締組織和肌肉

組織。鈍性分離皮下組織，暴露頸部肌肉，分開頸部正中肌群即可看到氣管。在甲狀腺下1?

1.5cm處，用紋式鉗將氣管后的軟組織稍加分離（注意切忌粗暴操作以免氣管充血），在氣管

下穿一條較粗的線備結扎固定氣管插管之用。小心勿傷及甲狀腺及氣管兩側后方的靜脈。

（2）氣管插管在甲狀腺以下約1?2cm處用手術剪將氣管軟骨環之間橫向剪開氣管前

壁（約為氣管直徑的1/3）,再于剪口上緣向頭側剪開0.5cm的縱行切口，使整個氣管切口

成-“，”形。將氣管插管經此切口向肺臟方向插入適當深度，用已穿好的粗線扎緊后，再

在插管的側管上打結，以防插管脫出。選擇離甲狀腺稍遠部位的軟骨環間做氣管切口，其主

要目的是為了遠離營養甲狀腺的血管以防止出血。如仍有出血，可用溫濕紗布壓迫片刻，同

時將兔臺后部抬高，使兔頭位置低下，以防血液流入氣管造成窒息，出血停止后再作插管。

插管后，若氣管內分泌物或血液較多，可用一細塑料管從插管的側管處將液體吸出。氣管插

管的過程中應隨時注意觀察動物的呼吸變化。

5.頸總動脈的分離及頸總動脈插管主要是用來測量血壓和放血。

（1）頸總動脈的分離頸總動脈位于氣管兩側的深部（圖2-7）,一般先分離氣管再分離

頸總動脈。用左手拇指、食指捏住切口一側的皮膚及其深部各層的軟組織，將頸部內層翻出，

分離側面斜行的胸鎖乳突肌，暴露氣管旁深處的血管神經鞘，細心分離鞘膜，辨認頸總動脈

（特點是搏動明顯、粉紅色、壁韌），小心將頸總動脈從血管神經鞘中分離出來，長約3?4cm,

下穿兩根細線備結扎固定插管用。

胸舌骨肌

頸前神經節

，舌下神經，核狀神經節

耳后緣靜脈減壓神經耳中央動脈

頸外靜脈

一頸總動脈

/鎖骨下動脈

槎神經

、/正中神經

頸后神經節

鎖骨下靜脈

無名動脈.

主動脈弓.前腔靜脈

冠狀動脈.

冠狀靜脈'

肺

后腔檢脈

迷走神經胸主動脈內臟神經

圖2-7兔頸、胸部的神經和血管示意圖

（2）導管的準備取長短適當的塑料管或硅膠管（也可用玻璃插管），插入端剪成斜面，

另一端插入粗細適當的鈍針頭，針座上連接三通活塞，三通活塞和生理記錄儀的壓力傳感器

相連。用盛有稀肝素生理鹽水（20U/ml）的注射器插入三通活塞,將肝素生理鹽水充滿導管（導

管內不能有氣泡），關閉活塞備用。

（3）肝素化自兔耳緣靜脈注入3g/L肝素，劑量lml/kg體重，使動物肝素化以抗凝血。

一般按此劑量，于5?6h內可保證抗凝效果。注意：一定要在氣管、血管（包括頸總動脈和

頸外靜脈）分離完成后，血管插管進行之前進行肝素化。

（4）頸總動脈插管將頸總動脈下的一根線盡量向遠心端結扎，近心端動脈則用動脈夾

夾住，中間形成一段長約2?3cm的動脈盲管（注意只有在動脈盲管的情況下才允許進行動脈

剪開和插管）。插管時，以左手拇指及中指輕拉遠心端的結扎線頭，食指輕扶血管，右手持

眼科剪，使剪刀與血管呈45°角，在緊靠遠心端結扎處沿向心方向剪開動脈壁的一半，放

下眼科剪，拿起事先已準備好的動脈插管向心方向插入動脈內，將導管送入約2cm,用另一

細線扎緊并在側管上打結固定。如插管有困難，可用眼科鑲夾住剪開的動脈切口，輕輕提起,

便于導管插入。在整個實驗過程中，要時刻注意勿使動脈導管脫出，通常可用膠布將插管與

兔頭固定鐵環固定在一起。（開始時家兔的固定一定要牢固，否則在實驗中因動物掙扎易使

插管脫出，導致動脈大出血）。

6.頸外靜脈的分離和插管頸外靜脈插管主要用于注射藥物、取血、輸液和中心靜脈

壓的測量。

頸外靜脈位于頸部兩側皮卜.（其特點是壁薄粗大，呈暗紅色，無明顯搏動），分離時應細

心，勿使用銳器，勿反復刺激，否則會使靜脈收縮變得非常細。頸外靜脈插管一般用塑軟管，

管內充滿肝素生理鹽水，插管方法與動脈插管相同。測量中心靜脈壓時，導管需插入頸外靜

脈5cm左右，此時導管口在上腔靜脈近右心房入口處。

（三）家兔的腹部手術

包括膀胱、輸尿管的分離和插管。

輸尿管插管：在恥骨聯合上方沿正中線切開皮膚和皮下筋膜4?5cm,可見腹白線。術

者和助手分別用止血鉗夾持腹白線兩側組織，提起腹壁，并用組織剪經腹白線剪開腹壁約

0.5cm,打開腹腔。在看清腹腔內臟的條件下，再用組織剪沿腹白線向上、向下剪開腹壁4?

5cm,直至恥骨聯合上緣，即可看到膀胱。將膀胱拉出腹腔，向下翻轉，即可見膀胱三角。

仔細辨認輸尿管（注意圍繞輸尿管橫向走行的白色輸精管，輸精管與膀胱無關，而輸尿管呈

粉紅色，自膀胱底部向上部腹腔深部延伸），用玻璃分針或紋式血管鉗將近膀胱一段輸尿管

與周圍結締組織分離，游離雙側輸尿管1.5?2cm,分別在輸尿管下方穿兩根絲線備用。用

一根絲線將輸尿管膀胱端結扎，術者左手拇、中指提起結扎線，用食指托起輸尿管（或左手

用刀柄或鐐子柄托起輸尿管），右手用眼科剪與輸尿管呈45°角在近結扎處將輸尿管剪一“V”

形小口，剪口為輸尿管直徑的1/3?1/2,然后將充滿生理鹽水的輸尿管導管向腎臟方向

插入輸尿管2?3cm。用另一絲線將輸尿管與導管結扎并固定，以防輸尿管導管滑脫。

膀胱插管：在恥骨聯合上方沿正中線切開皮膚和皮下筋膜4?5cm,可見腹白線。術者

和助手分別用止血鉗夾持腹白線兩側組織，提起腹壁，并用組織剪經腹白線剪開腹壁約

0.5cm,打開腹腔。在看清腹腔內臟的條件下，再用組織剪沿腹白線向上、向下剪開腹壁4?

5cm,直至恥骨聯合上緣，即可看到膀胱。將膀胱拉出腹腔。術者和助手各用止血鉗夾持膀

胱頂部組織并輕輕提起，用組織剪在膀胱頂部血管較少處剪一小口，將充滿生理鹽水的漏斗

形膀胱插管插入膀胱，然后將膀胱頂部與插管一起結扎固定